Нанокристаллические соединения сульфидов цинка и кадмия (далее NpCdS и NpZnS) известны своей широкозонной полупроводниковой природой, что обеспечивает им исключительные оптические свойства и относит к флуорофорам, а малые размеры (1—10 нм) классифицируют их как квантовые точки (КТ). Эти нанокристаллы находят применение в оптоэлектронике, лазерной технике, а также в биомедицине. Наравне с другими полупроводниковыми КТ NpCdS и NpZnS используются в качестве флуоресцентных меток для прижизненной визуализации различных биологических процессов, а также в диагностике раковых заболеваний [1, 2].

Традиционно NpCdS и NpZnS получают физическими и химическими методами, гарантирующими контроль размеров частиц и воспроизводимость результатов синтеза. Однако существует проблема токсичности реагентов, трудоемкости технологического процесса, а также стабилизации синтезируемых наночастиц в водных растворах и их биосовместимости, что затрудняет внедрение в область биологических исследований. Поэтому все чаще в научной литературе можно встретить публикации, в которых представлены результаты альтернативного метода получения наночастиц металлов и их соединений (в частности, сульфидов) — так называемого зеленого синтеза, основными биологическими компонентами которого могут быть микроорганизмы, экстракты растений, водоросли, грибы, дрожжи. Однако пока еще мало публикаций, касающихся изучения механизма получения наночастиц биологическим методом. До сих пор неясно, какие метаболиты и структуры клеток участвуют в формировании и стабилизации наночастиц.

Стабилизация наночастиц при «зеленом синтезе», по мнению многих авторов, осуществляется за счет адсорбции на их поверхности различных биополимерных молекул — белков, аминокислот, полисахаридов, поставляемых бактериальными клетками. В литературе часто встречается термин «белковая корона», указывающий на присутствие на поверхности наночастиц слоя белковых молекул, стабилизирующих их в водных суспензиях. В последнее время большую роль в формировании слоя молекул, покрывающего поверхность наночастиц (сapping agents), отводят так называемой области внеклеточной биополимерной субстанции (extracellular polymeric substances, EPS), соприкасающейся с клеточной стенкой. Авторы отмечают, что EPS способна не только стабилизировать биогенные наночастицы [3, 4], но и обеспечивать бактериальным клеткам защиту от проникновения в них токсичных ионов путем их восстановления до наночастиц металлов [5, 6].

Наличие белок/пептидных связей на поверхности NpAg₂S, обнаруженных методом ИК-спектроскопии, продемонстрировано в работе [7]. В работе [8] при получении кристаллов CdS в присутствии биосурфактантов штамма B. licheniformis выявлена важная роль аминокислот и белков. Полисахаридам также свойственно влиять на синтез наноструктур, им присущи гидрофильность, биосовместимость и нетоксичность, что выгодно отличает их от химических аналогов [9, 10].

В обзорной статье [11] представлены примеры внутриклеточного и внеклеточного биосинтеза NpZnS и NpCdS в присутствии микроорганизмов различных таксономических групп. Однако нет сведений о внеклеточном синтезе наночастиц NpZnS и NpCdS в аэробных условиях с помощью широко используемого для получения наночастиц бактериального штамма Shewanella oneidensis MR-1. Кроме того, методы получения NpZnS и NpCdS отличаются сложностью и многоэтапностью проведения экспериментов, включают анаэробные условия и использование многокомпонентных реакционных сред. В одной из ранних публикаций о «зеленом синтезе» ZnS рассматривается низкотемпературный процесс отложения сфалерита в биопленках, в которых преобладала Desulfobacteriaceae sp. M. Labrenz и соавт. [12] отмечали способность микробов контролировать концентрации ионов металлов в грунтовых водах и заболоченных местах, переводя их в наночастицы. При биосинтезе NpZnS с использованием Serratia nematodiphila и Klebsiella pneumonia была выявлена прямая зависимость размера биогенных наночастиц от фазы роста бактерий [13]. Интересно, что синтезированные наночастицы проявляли антибактериальную активность в отношении Bacillus subtilis и Klebsiella planticola, что характеризует их как мощный антимикробный продукт [14]. В работе [15] исследовали возможность очистки сточных вод, содержащих ZnSO₄, с использованием металл-восстанавливающей бактерии S. oneidensis MR-1 в анаэробных условиях. В результате были получены NpZnS, расположенные на поверхности клеток и в среде, размером около 5 нм.

Первый биосинтез квантовых полупроводниковых кристаллитов CdS был проведен C. Dameron и соавт. в присутствии Candida glabrata и Schizosaccharomyces pombe [16]. Обнаруженная ими прямая зависимость эффективности формирования NpCdS от фазы роста микроорганизмов позднее подтвердилась в работе с использованием Klebsiella pneumonia, в которой было доказано, что более длительные периоды роста культуры приводят к увеличению размера биосинтезируемых частиц [17], а также при исследовании внутриклеточного механизма синтеза NpCdS в Escherichia coli, где наибольший выход наночастиц достигался в стационарной фазе [18].

Большой интерес представляет изучение оптических, фотокаталитических и фотолюминесцентных свойств биогенных NpCdS и NpZnS по сравнению с аналогами, полученными физико-химическими способами [19]. Показано, что у биогенных наночастиц NpZnS [15] оптические спектры поглощения и ширина запрещенной зоны отличаются от аналогичных показателей для частиц, полученных химическими методами [20]. Результаты исследования оптических свойств квантовых точек ZnS описаны L. Yue и соавт. [21]. Биосинтез проводили с использованием клеток Clostridiaceae spp. Регулирование концентрации вводимого диспергатора (гидроксипропилкрахмала) в реакционной среде привело к изменению размеров и преобразованию кристаллической структуры. Одна из форм наночастиц имела лучшее поглощение в видимой области и высокую активность флуоресценции. P. Qi и соавт. [22] сообщают о росте интенсивности флуоресценции NpCdS с увеличением времени культивирования бактерии Desulforibrio caledoiensis. Готовые наночастицы использовали в качестве флуоресцентных меток для обнаружения сульфатвосстанавливающих бактерий.

Немалый интерес представляет иммобилизация нанонаполнителя на поверхность микросфер различной полимерной природы. Во-первых, нанокомпозит приобретает требуемые свойства, характерные для присутствующих в его составе наночастиц. Во-вторых, обеспечиваются без-опасность и сохранность параметров готового нанокомпозитного материала в условиях дальнейшей эксплуатации за счет стабилизирующего эффекта микросфер. Такие полимерные носители флуоресцентных меток используются, например, в визуализации клеток и тканей живого организма [23]. Полимерные частицы также служат носителями биолигандов, что существенно при создании высокочувствительных диагностических тест-систем [24]. В обзорной статье К.И. Бражник и соавт. [1] подробно описаны суспензивные системы, состоящие из микросфер, оптически кодированных флуорофорами. Такие модели широко распространены в методах маркировки, визуализации и скрининге белков и ферментов, вызывающих аллергические реакции, инфекционные заболевания. Х. Gao и соавт. [25] приводят разработку «конструкции» полимер/полупроводниковые КТ/лиганд, нацеленную на диагностику и лечение раковых опухолей.

Таким образом, полимерные микросферы, модифицированные иммобилизованными в них биогенными наночастицами и содержащие на своей поверхности биолиганд определенного состава, могут выступать в качестве самостоятельного лечебно-диагностического объекта. В связи с этим необходимо решить вопрос, связанный с подбором оптимальных условий для создания модельных систем (полимер/наночастица, полимер/наночастица/биолиганд), характеризующихся устойчивостью при использовании в различных биотехнологических процессах и длительным сроком хранения. Также потребуется разработать различные методы анализа для оценки степени проникновения нанонаполнителя в полимерный носитель.

Целью работы являлось a) проведение анализа биогенных NpCdS и NpZnS, полученных в присутствии бактериальных клеток S. oneidensis MR-1 в аэробных условиях по оптимизированной нами ранее методике [26]; б) получение характеристик NpCdS и NpZnS в отношении формы и размера, элементного химического состава; в) проведение оценки эффективного диаметра и заряда поверхности (ζ-потенциала) частиц в водных суспензиях; г) определение молекулярных масс белковых молекул, входящих в состав стабилизирующего слоя на поверхности наночастиц; д) создание модельной композиционной системы, включающей аминосодержащие полиглицидилметакрилатные микросферы и биогенные NpCdS и NpZnS, иммобилизованные на их поверхности.

Штамм. В работе использовали бактериальный штамм Shewanella oneidensis MR-1, предоставленный Всероссийской коллекцией промышленных микроорганизмов (ВКПМ) НИЦ «Курчатовский институт» — ГосНИИгенетика, полученный из коллекции микроорганизмов Института Пастера (№CIP106686, Франция).

Культивиpование штамма S. oneidensis MR-1

Отдельные колонии бактериальной культуры S. oneidensis MR-1 выращивали на агаризованной питательной среде Luria-Bertani Agar (LBA) в течение 24 ч при 30 °C. Далее биомассу штамма микробиологической петлей переносили в колбу объемом 750 мл, содержащую 100 мл жидкой LB среды, и культивировали на круговой качалке (220 об/мин) при температуре 28 °C в течение 24 ч. Полученную культуральную жидкость, содержащую клетки штамма S. oneidensis MR-1, использовали для биосинтеза NpCdS и NpZnS.

Биосинтез NpCdS и NpZnS. Для получения NpCdS и NpZnS использовали водные растворы солей Na₂S×9H₂O+CdCl₂×2,5H₂O и Na₂S×9H₂O+ZnCl₂. Раствор каждой из солей данной пары вводили в колбы, содержащие 100 мл культуральной жидкости с клетками штамма S. oneidensis MR-1, до концентрации 2 мM Na₂S×9H₂O к 2 мМ CdCl₂×2,5 H₂O (ZnCl_2.), согласно оптимизированной методике, описанной для биосинтеза NpAg₂S в работе Т.А. Воейковой и соавт. [26].

Готовую реакционную смесь инкубировали аэробно на круговой качалке (220 об/мин) при 28 °C в течение 48 ч. Клетки осаждали на высокоскоростной центрифуге (MSE High speed 18, Англия) в режиме 10 000 g в течение 30 мин. Образовавшийся супернатант пропускали через стерильный фильтр с диаметром пор 200 нм (Nucleopore). Наночастицы были выделены из фильтрата с использованием ультрацентрифуги («Beckman», США) при 100 000 g в течение 1 ч; выпавший осадок наночастиц двукратно отмывали стерильной деионизированной водой Milli Q («Millipore», CША), при центрифугировании с соблюдением прежних условий. Осадки суспендировали в 1 мл деионизированной воды Milli Q до однородного состояния. Хранили в эппендорфах при 4 °C.

Синтез контрольных образцов CdS, ZnS. В отсутствие бактериальных клеток попарно вносили водные растворы солей Na₂S×9H₂O+CdCl₂×2,5H₂O и Na₂S×9H₂O+ZnCl₂ в LB-среду до концентрации 2 мМ:2 мМ. Дальнейшие этапы синтеза соответствовали вышеописанным.

Просвечивающая электронная микроскопия. Форму и размер наночастиц оценивали методом просвечивающей электронной микроскопии (ПЭМ). Подготовка образцов включала нанесение 3 мкл суспензии наночастиц на медную сетку с подложкой из дырчатого углерода, покрытого ультратонким углеродным слоем («Ted Pella Inc», США), с последующим выдерживанием на воздухе в течение 30 с, удаление избытка жидкости и сушку.

Методом энергодисперсионной рентгеновской спектроскопии (ЭДС) в режиме сканирующей ПЭМ выявляли элементный состав NpCdS и NpZnS. Выборочный участок суспензии сканировали электронным лучом диаметром 10 нм. Использовали просвечивающий электронный микроскоп модели JEM2100 c катодом из гексаборида лантана (JEOl, Япония), оснащенным рентгеновским детектором X-Max, управляемым программным пакетом INCA («Oxford Instruments», Великобритания) при ускоряющем напряжении 200 кВ. Регистрацию энергодисперсионных рентгеновских спектров проводили в диапазоне энергий рентгеновского излучения от 0 до 10 кэВ с разрешением 10 эВ на канал. Для вычисления размеров наночастиц применяли программное обеспечение для обработки изображений Image J, измеряя наименьший и наибольший линейный размер частиц на полученных ПЭМ-изображениях. Для обеспечения достоверной статистики в программе MS Excel for Windows обрабатывали порядка 100 частиц от каждого образца. В прикладной программе Origin 8.5 строили гистограммы распределения частиц по размерам.

Электрофорез белков в денатурирующих условиях. Основываясь на методе Лэмми [27], электрофорез белков проводили в 12,5% полиакриламидном геле (ПААГ) в присутствии додецилсульфат-натрия («Sigma», США). В качестве стандартов молекулярной массы использовали предокрашенные белковые маркеры #SM0671 («Fermentas», Литва).

Электрофоретические измерения биосинтезированных наночастиц (ζ-потенциал, эффективный диаметр и полидисперсность). Измерения проводили, основываясь на методе электрофоретического светорассеяния с анализом фаз. Образец объемом 1 мл вносили в стеклянную кювету с тефлоновым уплотнителем объемом 180 мкл и помещали в анализатор ζ-потенциала ZetaPALS («Brookhaven Instruments Corporation», США). Полученные данные обрабатывали при помощи программного обеспечения Brookhaven 90Plus.

Иммобилизация на полимерные микросферы NpCdS и NpZnS

Для проведения процесса иммобилизации NpCdS и NpZnS на полимерную поверхность использовали аминосодержащие полиглицидилметакрилатные микросферы (ПГМА микросферы) со средним диаметром 3,5 мкм (ζ-потенциал +15,6±0,1 мВ, угол смачивания 47,2±1°), синтез которых подробно изложен в [28]. Активация аминогрупп используемых ПГМА микросфер была проведена заранее посредством введения водного раствора карбодиимида (КДИ). Процесс иммобилизации начинали со смешения готовой полимерной суспензии с водными растворами NpCdS или NpZnS в равных объемах (по 100 мкл), инкубировали на ротационном шейкере Multi Bio RS-24 («Biosan», Латвия) при постоянном перемешивании 24 ч при комнатной температуре. Спустя 1 сут реакционную суспензию отмывали 3 раза дистиллированной водой, используя центрифугу MiniSpin Plus («Eppendorf», Германия) в режиме 3000 об/мин.

Сканирующая электронная микроскопия. Наличие биогенных наночастиц на поверхности аминосодержащих ПГМА микросфер определяли методом сканирующей электронной микроскопии. Микрофотографии полимерных микросфер до и после проведения процесса иммобилизации снимали с помощью сканирующего электронного микроскопа S-570 («Hitachi», Япония) при ускоряющем напряжении 15 кВ. Пробоподготовка образцов включала нанесение 100 мкл полимерной суспензии с концентрацией 0,1% (масс.) на предметный столик и сушку в течение 24 ч; высушенный образец помещали в вакуумную камеру ионного напылителя IB-3 (EIKO ENGINEERING, Япония) для нанесения платино-палладиевого слоя толщиной 100 Å.

Для получения биогенных наночастиц была использована разработанная нами ранее оптимизированная методика биосинтеза NpAg₂S, позволяющая увеличить выход наночастиц на 15—20% [26]. Данная методика была основана на введении водных растворов реакционных солей AgNO₃ и Na₂S₂O₃×5H₂O непосредственно в культуральную жидкость, содержащую клетки S. oneidensis MR-1 и белки, синтезированные штаммом в процессе культивирования. Кроме того, концентрации реакционных солей были увеличены. Наночастицы NpCdS и NpZnS были получены нами в присутствии бактериальных клеток в питательной среде LB, содержащей соль соответствующего металла — хлорид цинка или хлорид кадмия и источник серы — сульфид натрия в соотношении 2мМ:2мМ (далее — реакционная смесь). Была использована культуральная жидкость, содержащая бактериальные клетки S. oneidensis MR-1, находящиеся в стационарной фазе роста. Процесс биосинтеза наночастиц проводили в аэробных условиях. Выделение NpCdS и NpZnS проводили из фильтрата надосадочной жидкости реакционной смеси после удаления клеток с помощью центрифугирования, поэтому можно утверждать, что установлена внеклеточная локализация биосинтеза наночастиц. У свежеполученных водных суспензий биогенных NpCdS и NpZnS наблюдали частичное выпадение оранжево-желтого или белого осадка, характерного для данных соединений. Это свидетельствует о метастабильном состоянии водных суспензий этих наночастиц. Следует отметить, что стабильность NpAg₂S в водных суспензиях, ранее полученных нами в присутствии этого же штамма (S. oneidensis MR-1), была очень высокой, и частицы не агломерировали в течение многих месяцев [29]. В качестве контрольного эксперимента получали CdS и ZnS в тех же условиях, но в отсутствие бактериального штамма. При этом не происходило образование наночастиц, а выпадал плотный осадок, состоящий из агломерированных частиц сульфидов кадмия или цинка. Разработанный нами метод выгодно отличается от анаэробного способа получения NpZnS с использованием той же бактерии S. oneidensis MR-1 [15].

Исследование NpCdS и NpZnS с использованием ПЭМ-анализа показало, что для них характерна сферическая форма. В качестве примера на ПЭМ-изображении представлены NpZnS, кристаллические решетки которых отчетливо видны (рис. 1, а).

Методом ЭДС подтвержден элементный состав каждого синтезированного образца: для NpZnS в спектрах от наночастиц — пики Zn и S (см. рис. 1, б), для NpCdS в спектрах от наночастиц — пики Cd и S (см. рис. 1, в). В спектрах от полученных наночастиц также выявляли пики Cu, C, O, N, P и Ca. Пики Cu, C и O происходят от углеродной подложки сеточки для ПЭМ, а пики N, P, Ca, а также C и O — от органического матрикса, окружающего частицы. В представленной работе из-за сложностей с выбором стандартов, содержащих идентичный набор элементов (Cd или Zn, а также S, C, O, N, P, Ca) с известным атомным соотношением, количественную оптимизацию ЭДС-спектров полученных наночастиц не проводили [30]. В связи с чем из полученных ЭДС-спектров можно получить достоверную информацию только о качественном составе образцов, получение достоверной информации об атомном соотношении выявляемых элементов из представленных ЭДС-спектров не представляется возможным. Выявленные кристаллические решетки полученных наночастиц, а также наличие в спектрах от полученных частиц пиков Cd и S или Zn и S позволяют сделать вывод о том, что полученные наночастицы являются наночастицами CdS или ZnS соответственно.

Исследование состава стабилизирующего поверхностного слоя NpCdS и NpZnS. Белковый электрофорез в полиакриламидном геле (ПААГ). Как указывалось выше, стабилизация наночастиц в водных суспензиях обусловливается наличием на их поверхности белковых молекул, которые поставляет клетка в процессе формирования наночастиц в растворе солей. В литературе отсутствуют данные по идентификации состава покрывного слоя на поверхности NpCdS и NpZnS. Поэтому было проведено исследование состава белков, сорбированных на поверхности биосинтезированных наночастиц, и сопоставления белков, выделяемых бактериальными клетками S. oneidensis MR-1 в питательную LB-среду (культуральную жидкость). Нами был проведен сравнительный анализ молекулярных масс белковых фрагментов, которые были выявлены методом белкового электрофореза в ПААГ. На электрофореграммах представлены треки, содержащие белки, синтезируемые при культивировании штамма S. oneidensis MR-1 в LB-среде (рис. 2, а);

В научной литературе отсутствуют данные по оценке ζ-потенциала поверхности биогенных NpCdS и NpZnS, эффективного диаметра и полидисперсности. Эти параметры чрезвычайно важны для определения стабильности водных суспензий наночастиц и возможности их использования в практических целях.

В настоящей работе методом электрофоретического рассеяния света измеряли следующие параметры наночастиц: ζ-потенциал на поверхности NpCdS и NpZnS, от величины которого зависит стабильность водных суспензий наночастиц; эффективный диаметр, под которым подразу-мевается диаметр частицы с учетом матриксного окружения (capping agents). Величина эффективного диаметра рассчитывается усреднением максимальных (пиковых) значений размеров частиц в каждой отдельной фракции. Полидисперсность — параметр, показывающий соотношение количества разноразмерных молекул в образце, что дает представление о возможном разбросе размеров частиц в водном растворе.

Из таблицы следует, что NpAg₂S уступают по величине эффективного диаметра (106,8 нм) NpZnS и NpCdS, характеризующимся значительным белковым слоем. Эти данные подтверждают ранее полученные результаты ПЭМ-изображений образца NpZnS, где четко различимы участки органического вещества, окружающие наночастицы. Однако параметр полидисперсности NpAg₂S превышает аналогичный показатель для NpCdS и NpZnS, что свидетельствует о наличии в суспензии крупных частиц или их агломератов. Отметим, что величина полидисперсности водной суспензии NpCdS меньше примерно в 1,4 раза (см. таблицу),

Показано, что ζ-потенциал трех образцов – NpAg₂S, NpCdS и NpZnS имеет отрицательные заряды: -21,82, -22,43 и -31,46 мВ соответственно. Величина ζ-потенциала является очень важной характеристикой стабильности колло-идов, суспензий, эмульсий. Чем выше абсолютное значение ζ-потенциала, тем больше устойчивость частиц. Из данных литературы известно, что при значениях ζ-потенциала ниже ±30 мВ суспензии наночастиц характеризуют как метастабильные. Учитывая величины ζ-потенциала и значения полидисперсности NpAg₂S, NpCdS, NpZnS, данные суспензии также можно оценить как метастабильные. Мы предполагаем, что значения ζ-потенциала поверхности наночастиц, диспергированных в водном растворе, связаны с природой, концентрацией и зарядом функциональных групп белковых молекул, составляющих стабилизирующий слой. Это позволит подобрать полимерные микросферы, наиболее подходящие для успешной иммобилизации биогенных наночастиц при создании модельного полимерного нанокомпозитного материала.

Создание модельного нанокомпозитного материала. В научной литературе отсутствуют какие-либо сведения относительно иммобилизации наночастиц биогенного происхождения на поверхность полимерных микросфер. Наличие на поверхности наночастиц белковых молекул, способных взаимодействовать с функциональными группами полимерных микросфер, позволяет предположить их ковалентное связывание и электростатическое взаимодействие в составе нанокомпозита. Возможность использования биогенных NpCdS и NpZnS в качестве квантовых точек открывает перспективу создания новых высоконаполненных полимерных наноматериалов. В этом случае композитные частицы представляют собой полимерные микросферы, в оболочке поверхностного слоя которых содержатся нанополупроводниковые частицы. В данной работе впервые использовали аминосодержащие ПГМА микросферы, на поверхность которых иммобилизовали NpCdS и NpZnS. Результаты фиксировали с помощью сканирующего электронного микроскопа (рис. 3).

На первой микрофотографии изображены исходные аминосодержащие ПГМА микросферы (см. рис. 3, а), на второй и третьей — полимерные микросферы после иммобилизации NpCdS и NpZnS (см. рис. 3, б, в). При этом четко различимы неравномерно локализованные агрегаты иммобилизованных наночастиц, причем NpZnS более склонен к проявлению флокуляции на полимерной поверхности (см. рис. 3, в). Такое поведение, вероятно, связано как с состоянием самих суспензий NpCdS и NpZnS, близким к метастабильному, так и с расположением функциональных групп в исходной полимерной микросфере. Отметим, что на всех изображениях видно, что до и после проведенного процесса иммобилизации ПГМА микросферы уложены в моно-слой, т. е. наличие наночастиц на поверхности микросфер не приводило к агломерации нового композиционного материала. Ранее мы продемонстрировали возможность иммобилизации биогенных NpAg₂S (диаметр 8±2 нм) на поверхность аминосодержащих полистирольных микросфер (диаметр 5±2 мкм). Было показано, что более 60% наночастиц, находящихся в реакционном объеме, иммобилизуется на полистирольных микросферах. Полученная комбинированная система была стабильна и не агрегировала [31].

Таким образом, первые результаты иммобилизации наночастиц, полученных микробным синтезом, на поверхность полимерных микросфер показали возможность использования биогенных наночастиц сульфидов металлов для создания новых композитных материалов. Последующие эксперименты будут направлены на усовершенствование методики введения биогенных наночастиц в полимерные материалы, определение эффективности связывания компонентов комбинированной системы, разработку методов оценки их взаимодействия, создание полноценного полимерного нанокомпозита и изучение его биологических и физико-химических характеристик.

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского фонда фундаментальных исследований (грант № 16−04−00471).

Исследования по электронной микроскопии объектов проведены при финансовой поддержке Программы президиума РАН (№ 24). Исследования с использованием методов аналитической ПЭМ выполнены на оборудовании ЦКП МГУ им. М.В. Ломоносова при финансовой поддержке Министерства образования и науки РФ. В работе использовалось оборудование ЦКП ИБГ РАН.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Сведения об авторах:

Сведения об авторах

Журавлева Ольга Алексеевна (Zhuravliova Olga) — аспирант Аграрно-технологического института РУДН, м.н.с. лаборатории белковой инженерии НИЦ «Курчатовский институт» — ГосНИИгенетика; e-mail: zhuravlevaolgga@gmail.com

Воейкова Татьяна Александровна (Voeikova Tatiana) — к.б.н., главный научный сотрудник лаборатории белковой инженерии НИЦ «Курчатовский институт» — ГосНИИгенетика

Хаддаж Мишаль Хаддаж (Khaddazh Mishal) — д.х.н., профессор МТУ ИТХТ, Аграрно-технологический институт РУДН

Булушова Наталья Владимировна (Bulushova Natal’ya) — к.б.н., зав. лабораторией химии белка НИЦ «Курчатовский институт» — Гос- НИИгенетика

Исмагулова Татьяна Талгатовна (Ismagulova Tatiana) — аспирант биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова

Бахтина Анна Владимировна (Bakhtinа Anna) — аспирант кафедры химии и технологии высокомолекулярных соединений им. С.С. Медведева МТУ ИТХТ

Гусев Сергей Андреевич (Gusev Sergej) — д.м.н., проф., заведующий лабораторией морфологии НИИ ФХМ ФМБА России

Грицкова Инесса Александровна (Gritskova Inessa) — д.х.н., профессор кафедры химии и технологии высокомолекулярных соединений им. С.С. Медведева МТУ ИТХТ

Лупанова Татьяна Николаевна (Lupanova Tatiana) — младший научный сотрудник лаборатории молекулярной генетики внутриклеточного транспорта ИБГ РАН

Шайтан К.В. (Shaitan Konstantin) — профессор биологического факультета Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова, Институт химической физики им. Н.Н. Семенова РАН

Дебабов Владимир Георгиевич (Debabov Vladimir) — д.б.н., академик РАН, научный руководитель НИЦ «Курчатовский институт» — Гос- НИИгенетика

Для корреспонденции: Журавлева Ольга Алексеевна, аспирант Аграрно-технологического института РУДН, младший научный сотрудник лаборатории белковой инженерии НИЦ «Курчатовский институт» — ГосНИИгенетика; e-mail: zhuravlevaolgga@gmail.com