Введение
Среди профессиональных заболеваний угольных шахтеров болезни органов дыхания занимают одно из первых мест. Большинство наиболее тяжелых хронических форм легочной патологии возникает вследствие воздействия мелкодисперсной угольной пыли. Хронический пылевой бронхит (ХПБ) — профессиональное заболевание органов дыхания, возникающее в результате длительного вдыхания промышленной пыли в повышенных концентрациях. Эта патология характеризуется развитием диффузных атрофических и склеротических изменений всех структур бронхиального дерева с нарушением моторики бронхов и наличием гиперсекреции [1].
Состав респираторного микробиома зависит от ряда факторов, в том числе от миграции микробных сообществ, элиминации и скорости размножения. Воспалительные процессы, протекающие при заболеваниях легких, приводят к возникновению условий для роста определенных видов бактерий, оказывая тем самым влияние на состав и численное соотношение микробных сообществ [2].
Доказано, что бактерии вносят вклад в развитие и течение ряда респираторных заболеваний, таких как хроническая обструктивная болезнь легких [3], бронхиальная астма [4], пневмония [5], муковисцидоз [6], рак легких [7], идиопатический фиброз легких [8]. Генерация катехоламинов и воспалительных цитокинов, наблюдаемая при респираторных заболеваниях, способствует росту отдельных видов бактерий, обладающих ДНК-повреждающим действием. К числу таких бактерий относятся Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Streptococcus pneumoniae, Escherichia coli. Повышенная секреция слизи приводит к появлению локальных очагов гипертермии и гипоксии, создавая благоприятную среду для роста болезнетворных микроорганизмов [9].
Таким образом, можно предположить, что в результате процессов, возникающих на фоне хронического раздражения легких угольной пылью, у пациентов с ХПБ могут регистрироваться определенные изменения привычного таксономического состава респираторной микробиоты. Чтобы проверить эту гипотезу, мы впервые провели сравнительный анализ таксономического состава бактериального микробиома мокроты пациентов, страдающих ХПБ, и здоровых людей методом NGS секвенирования 16S рРНК.
Материал и методы
Характеристика исследованных групп
Состав микробиоты был изучен в образцах мокроты 22 пациентов с установленным диагнозом ХПБ (только мужчины, средний возраст 56,9±7,76 года). В состав этой группы вошли действующие и бывшие угольные шахтеры с подземным стажем работы не менее 17 лет, т.е. заболевание у них было обусловлено длительным профессиональным воздействием высоких концентраций угольной пыли. В качестве выборки контроля обследованы 22 здоровых мужчины, не имевшие профессиональных вредностей (средний возраст 56,4±5,04 года). Не было значимой разницы в возрасте между больными ХПБ и контрольной группой (p>0,05). Критериями исключения из исследования служили: наличие хронических и инфекционных заболеваний (кроме профессионального заболевания в соответствующей группе), прием антибиотиков в период 3 мес до сбора материала. Демографические данные о пациентах и контрольных донорах представлены в табл. 1.
Таблица 1. Сравнительная характеристика обследованных групп
| Показатель | Хронический пылевой бронхит (n=22) | Здоровые доноры (контроль) (n=20) |
| Возраст, годы (mean±SD) | 56,9±7,76 | 56,4±5,04 |
| Вариации возраста, годы (мин.—макс.) | 45—69 | 47—66 |
| Статус курения, % | ||
| курящие | 27,0 | 41,0 |
| некурящие | 73,0 | 59,0 |
Сбор, обработка и хранение образцов
Для анализа таксономического состава микробиоты дыхательных путей образцы (2—3 мл) мокроты от пациентов с ХПБ и доноров контрольной группы получали неинвазивным способом посредством продуктивного кашля. Полученные образцы немедленно помещали в стерильные пластиковые флаконы и замораживали (–20 °C). Замороженные образцы транспортировали в лабораторию и хранили при –80 °C до процедуры выделения бактериальной ДНК.
Экстракция ДНК, амплификация и секвенирование 16S рРНК
Образцы прокариотической ДНК экстрагировали с помощью набора FastDNA Spin Kit For Soil («MP Biomedicals») в соответствии с рекомендациями производителя. Для амплификации генов 16S рРНК использовали 50 нг ДНК. Амплификацию 16S рРНК проводили согласно протоколу Illumina «Preparing 16S Ribosomal RNA Gene Amplicons for the Illumina MiSeq System».
Первый этап амплификации вариабельных участков V3—V4 гена 16S рРНК осуществляли с использованием специфических праймеров (прямой праймер —
5′-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAGCCTACGGGNGGCWGCAG-3′;
обратный праймер —
5′-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAGGACTACHVGGGTATCTAATCC-3′)
и ДНК-полимеразы BioMaster Hi-Fi LR 2 × ReadyMix (компания «BiolabMix», Новосибирск, Россия) по программе амплификации (амплификатор DNA Engine Tetrad 2, «Bio Rad»): 1) 94 °C 3 мин 30 с; 2) 25 циклов: при температуре 94 °C 30 с; при температуре 55 °C 30 с; при температуре 68 °C 40 с; 3) 68 °C 5 мин; 4) охлаждение 4 °C. Очистку ПЦР-продуктов осуществляли с использованием бусин Agencourt AMPure XP («Beckman Coulter») в соответствии с протоколом производителя.
Второй этап амплификации для двойного индексирования образцов осуществляли с использованием комбинации специфических праймеров и адаптеров секвенирования Illumina из наборов индексов Illumina Nextera XT v2 B и C («Illumina», Сан-Диего, США). ПЦР проводили с использованием ДНК-полимеразы BioMaster Hi-Fi LR 2 × ReadyMix (компания «BiolabMix», Новосибирск, Россия). Программа амплификации (амплификатор DNA Engine Tetrad 2, «BioRad»): 1) 94 °C 3 мин 30 с; 2) 25 циклов: при температуре 94 °C 30 с; при температуре 55 °C 30 с; при температуре 68 °C 40 с; 3) 68 °C 5 мин; 4) охлаждение 4 °C. Очистку ПЦР-продуктов осуществляли с использованием бусин Agencourt AMPure XP («Beckman Coulter») в соответствии с протоколом.
Концентрацию полученных библиотек 16S в растворе определяли с помощью флуориметра Quantus Fluorometer dsDNA («Promega», Мадисон, США). Очищенные ампликоны смешивали эквимолярно в соответствии с полученными концентрациями. Качество приготовленной для сиквенса библиотеки оценивали на приборе Bioanalyzer 2100 («Agilent») с использованием набора Agilent DNA 1000 Kit. Дальнейшую подготовку к секвенированию и секвенирование осуществляли с использованием набора MiSeq Reagent Kit v2 (300 циклов) и прибора MiSeq («Illumina», США) согласно рекомендациям производителя.
Оценка таксономического состава микробиоты верхних дыхательных путей больных хроническим бронхитом и контрольных доноров
Обработку данных, полученных по итогам секвенирования микробиомов, проводили при помощи пакета программ QIIME2. Была проведена проверка качества и создана библиотека последовательностей. Объединение последовательностей в операционные таксономические единицы (OTU) выполняли на основе 99% порога сходства нуклеотидного состава с использованием библиотек референсных последовательностей Greengenes (версии 13-8) и SILVA с последующим удалением синглтонов (OTU, содержащих только один сиквенс). Общее разнообразие (альфа-разнообразие) прокариотических сообществ мокроты оценивали по количеству выделенных OTU (аналог видового богатства) и индексам Шеннона (H=Σpi ln pi, где pi — доля i-го вида в сообществе). Различие структуры бактериальных сообществ разных образцов (бета-разнообразие) анализировали при помощи UniFrac — метода, распространенного в экологии микроорганизмов, оценивающего различие между сообществами на основе филогенетического родства представленных таксонов. При расчете индексов разнообразия использовали нормализацию выборок по 328 сиквенсам (минимальное количество полученных сиквенсов на образец). Достоверность различий между группами образцов оценивали методом PERMANOVA (Adonis). Построение графа анализа главных координат (PCOA) проводили с использованием пакета QIIME2.
Дополнительно статистическую обработку результатов исследования выполняли с помощью пакета программ Statistica.10 («Statsoft», США). Оценку количественных показателей осуществляли посредством вычисления средних значений (μ) и стандартного отклонения (SD). Для оценки достоверности различий относительного процентного содержания отдельных бактериальных таксонов в образцах использовали ранговый U-тест Манна—Уитни. Различия считали достоверными при p>0,05. Для устранения эффекта множественных сравнений при оценке значимости различий использовали поправку False Discovery Rate (FDR).
Результаты
В результате массового параллельного секвенирования области V3—V6 16S рРНК бактериальных геномов в мокроте было идентифицировано в общей сложности 9 типов бактерий с относительной частотой выше 0,1%. Преобладающими бактериальными типами как в микробиоме пациентов с ХПБ, так и в контроле были Firmicutes и Bacteroidetes, которые вместе составляли >70% общей микробиоты (рис. 1, см. https://mediasphera</strong>.ru/upload/medialibrary/files/Mol_genetika_2023_02_016_add.zip).
Обнаружено статистически значимое снижение альфа-разнообразия бактериальных сообществ мокроты пациентов с ХПБ по сравнению с контролем по индексу Шеннона (H=9,795; p=0,0017), как показано на рис. 2 (см. https://mediasphera</strong>.ru/upload/medialibrary/files/Mol_genetika_2023_02_016_add.zip).
Различия в структуре бактериальных сообществ (бета-разнообразие) в образцах мокроты больных ХПБ и здоровых лиц представлены на рис. 3 (см. https://mediasphera</strong>.ru/upload/medialibrary/files/Mol_genetika_2023_02_016_add.zip). Тест PERMANOVA (Adonis) с использованием матрицы различий, построенной по методу Bray—Curtis, показал достоверное различие между сопоставляемыми выборками (псевдо-F=2,11; p=0,002).
Далее относительное процентное представительство отдельных бактериальных типов, родов и видов в образцах мокроты пациентов с ХПБ и контрольных доноров было сопоставлено с использованием непараметрического рангового критерия Манна—Уитни. На уровне бактериальных типов (табл. 2) у пациентов с ХПБ зарегистрировано увеличение процентной численности представителей Firmicutes по сравнению с контролем (54,06±11,69 против 44,77±14,92), однако это увеличение оказалось статистически недостоверным с учетом FDR поправки на множественные сравнения. Вместе с тем в мокроте пациентов с ХПБ по сравнению с контролем отмечено статистически значимое снижение процентной численности представителей Bacteroidetes (12,91±7,26 против 22,4±10,27; p=0,001), TM7 (0,79±1,08 против 2,23±1,5; p=0,002) и Spirochaetes (0,16±0,55 против 0,77±1,23; p=0,01). Это свидетельствует о явном снижении бета-разнообразия бактериальных сообществ респираторного тракта у пациентов, страдающих ХПБ, и является признаком дисбиоза.
Таблица 2. Среднее процентное содержание бактериальных типов, присутствующих в «основном» микробиоме мокроты пациентов с ХПБ и контрольных доноров
| Тип бактерий | Хронический пылевой бронхит (n=22) mean±SD | Контроль (n=20) mean±SD | p |
| Firmicutes | 54,06±11,69 | 44,77±14,92 | 0,06 |
| Bacteroidetes | 12,91±7,26 | 22,4±10,27 | 0,001* |
| Actinobacteria | 9,86±8,8 | 10,73±8,94 | 0,99 |
| Proteobacteria | 11,8±11,7 | 11,43±16,48 | 0,3 |
| Fusobacteria | 8,26±10,25 | 5,8±4,46 | 0,73 |
| TM7 | 0,8±1,08 | 2,23±1,5 | 0,002* |
| Spirochaetes | 0,16±0,55 | 0,77±1,23 | 0,01* |
| Tenericutes | 0,08±0,3 | 0,16±0,29 | 0,05 |
Примечание. * — значение p меньше, чем p с поправкой на FDR.
По итогам метагеномного секвенирования в образцах мокроты было идентифицировано 52 бактериальных рода с относительной процентной численностью не менее 0,1%. В мокроте пациентов с ХПБ по сравнению с контролем выявлено снижение процентной численности представителей родов Prevotella (сем. Prevotellaceae) (8,73±6,17 против 14,06±7,92), Alloprevotella (1,05±1,47 против 2,38±2,21), Capnocytophaga (0,48±0,97 против 0,99±1,62), Lachnoanaerobaculum (0,27±0,53 против 0,62±0,7), Bulleidea (0,36±1,27 против 0,49±0,63), Clostridium (сем. Clostridiaceae) (0,01±0,06 против 0,32±0,69), Catonella (0,03±0,07 против 0,2±0,3), Kocuria (0,02±0,1 против 0,12±0,21), Solobacterium (0,39±1,26 против 0,51±0,61), Dialister (0,02±0,06 против 0,33±0,6), что также является свидетельством развития бактериального дисбиоза в дыхательных путях больных бронхитом, но уже на родовом таксономическом уровне. Следует отметить, что все приведенные выше различия не были статистически достоверны с учетом FDR поправки на множественные сравнения. В то же время значимое увеличение содержания в микробиоме мокроты пациентов с ХПБ по сравнению с контролем было отмечено для рода Streptococcus (29,97±14,21 против 18,78±11,56; p=0,006). Представители еще одного рода Haemophilus с патогенным потенциалом также чаще обнаруживались в мокроте пациентов с ХПБ по сравнению со здоровыми донорами, однако это увеличение не было статистически значимым.
Статистика секвенирования для 31 вида (с относительной частотой не менее 0,1%) сведена в табл. 3. На видовом уровне в мокроте больных ХПБ по сравнению с контролем наблюдается увеличение содержания Streptococcus agalactiae (29,68±14,31 против 18,22±11,2). Семь других бактериальных видов были уменьшены в микробиоме пациентов с ХПБ: Selenomonas bovis (2,41±4,94 против 3,69±3,85), Prevotella pallens (0,4±0,72 против 1,66±2), Bacteroides nordii (0,53±1,03 против 1,32±1,37), Lachnoanaerobaculum orale (0,28±0,54 против 0,63±0,71), Prevotella nanceiensis (0,18±0,49 против 0,39±0,58), Bulleidia moorei (0,38±1,26 против 0,5±0,61) и Peptostreptococcus anaerobius (0,5±0,23 против 0,15±0,35). Использование FDR процедуры показало, что все отмеченные различия в содержании видов бактерий в мокроте пациентов и контрольных доноров не достигают статистической значимости.
Таблица 3. Среднее процентное содержание бактериальных видов, присутствующих в «основном» микробиоме мокроты пациентов с ХПБ и контрольных доноров
| Вид бактерий | Хронический пылевой бронхит (n=22) | Контроль (n=20 ) | p |
| mean±SD | mean±SD | ||
| Streptococcus agalactiae | 29,68±14,31 | 18,22±11,2 | 0,004 |
| Anaerosinus glycerini | 11,3±8,83 | 8,36±6,13 | >0,05 |
| Selenomonas bovis | 2,42±4,94 | 3,69±3,86 | 0,04 |
| Megasphaera micronuciformis | 1,67±2,64 | 1,61±2,07 | >0,05 |
| Prevotella histicola | 1,64±2,95 | 1,46±1,97 | >0,05 |
| Actinomyces hyovaginalis | 2,25±3,7 | 3,75±4,87 | >0,05 |
| Granulicatella balaenopterae | 1,6±2,03 | 1,78±1,4 | >0,05 |
| Atopobium rimae | 2,33±4,09 | 1,34±1,39 | >0,05 |
| Prevotella pallens | 0,4±0,72 | 1,66±1,01 | 0,01 |
| Rothia terrae | 3,03±4,63 | 1,43±1,3 | >0,05 |
| Macellibacteroides fermentans | 0,95±1,44 | 1,75±2,72 | >0,05 |
| Bacteroides nordii | 0,53±1,03 | 1,32±1,37 | 0,02 |
| Prevotella tannarae | 1,29±4,54 | 0,51±1,21 | >0,05 |
| Lachnoanaerobaculum orale | 0,28±0,54 | 0,63±0,71 | 0,04 |
| Prevotella intermedia | 0,49±1,06 | 0,33±0,83 | >0,05 |
| Prevotella nigrescens | 0,26±0,45 | 0,23±0,39 | >0,05 |
| Prevotella nanceiensis | 0,18±0,49 | 0,39±0,58 | 0,03 |
| Bulleidia moorei | 0,38±1,26 | 0,5±0,61 | 0,03 |
| Clostridium bolteae | 0,21±0,4 | 0,25±0,39 | >0,05 |
| Porphyromonas endodontalis | 0,66±2,1 | 0,52±0,6 | >0,05 |
| Vestibaculum illigatum | 0,33±0,74 | 0,83±1,57 | >0,05 |
| Clostridium acidurici | 0,11±0,44 | 0,32±0,69 | >0,05 |
| Mycoplasma zalophi | 0,17±0,4 | 0,2±0,32 | >0,05 |
| Moryella indoligenes | 0,3±0,96 | 0,54±1,01 | >0,05 |
| Peptostreptococcus anaerobius | 0,05±0,23 | 0,16±0,36 | 0,03 |
| Treponema amulovorum | 0,07±0,18 | 0,17±0,27 | >0,05 |
| Oribacterium sinus | 0,19±0,29 | 0,37±0,65 | >0,05 |
| Leptotrichia trevisanii | 0,16±0,28 | 0,05±0,11 | >0,05 |
| Lactobacillus hamsteri | 0,16±0,54 | 0,13±0,35 | >0,05 |
| Bergeyella zoohelcum | 0,23±0,25 | 0,38±0,84 | >0,05 |
| Campylobacter rectus | 0,06±0,14 | 0,11±0,24 | >0,05 |
Отдельно было изучено влияние возраста и статуса курения на состав микробиоты у больных ХПБ и контрольной группы. Корреляционный анализ (Спирмена) выявил значимое снижение с возрастом содержания представителей типа протеобактерий, в частности рода Neisseria, в мокроте пациентов с ХПБ. Одновременно с этим у пациентов наблюдается прямая корреляция возраста с содержанием представителей рода Prevotella (рис. 4, см. https://mediasphera</strong>.ru/upload/medialibrary/files/Mol_genetika_2023_02_017_add.zip). Для контрольных доноров взаимосвязей возраста обследуемых с содержанием какого-либо бактериального таксона в микробиоме мокроты не выявлено. Для пациентов с ХПБ, как и для контрольных доноров, не было обнаружено значимой разницы в содержании родов или видов бактерий в мокроте между курильщиками и некурящими.
Обсуждение
Различия в таксономическом составе бактериального микробиома респираторного тракта человека уже признаны важным патогенетическим фактором заболеваний дыхательных путей [10], однако до настоящего времени состав респираторной микрофлоры в дыхательных путях пациентов с ХПБ еще не был исследован.
В этом исследовании использование технологии 16S рРНК секвенирования впервые позволило оценить параметры биоразнообразия бактериальных сообществ мокроты пациентов с ХПБ и сопоставить их с аналогичными показателями у здоровых людей. Было обнаружено достоверное снижение альфа-разнообразия в микробиоме мокроты пациентов по сравнению с контролем. Метод Bray—Curtis в рамках теста PERMANOVA также показал достоверное различие между сопоставляемыми выборками в структурах бактериальных сообществ. Кроме того, при оценке бета-разнообразия в мокроте пациентов с диагнозом ХПБ по сравнению с контрольными донорами, наряду со снижением численности целого ряда бактериальных родов, наблюдалось увеличение единственного рода Streptococcus.
Ранее было показано, что у людей с заболеваниями легких отмечается высокая частота встречаемости бактерий родов Staphylococcus и Streptococcus [11]. Однако в нашем исследовании род Staphylococcus не занимал ведущих позиций и его относительная процентная численность оказалась невелика (табл. 3).
Важную роль в изменении состава микробиома легких играют воспалительные процессы, протекающие во время заболевания. Воспаление характеризуется изменением ряда условий для роста и размножения бактерий, таких как местная температура, доступность питательных веществ, pH среды и концентрация кислорода. Это приводит к образованию анаэробных ниш, накоплению благоприятного для роста микроорганизмов экссудата, что влечет за собой изменение состава и численности привычных микробных сообществ. Состав микробиома дыхательных путей и легких во многом зависит от миграции микробных сообществ из ротовой полости посредством микроаспирации [12].
Так, виды Prevotella, Veillonella, Streptococcus, Haemophilus, Fusobacterium, Neisseria и Corynebacteria входят в состав нормальной микрофлоры ротовой полости. Миграция этих представителей в нижние отделы респираторного тракта также способна провоцировать воспалительный ответ [2].
Снижение относительной процентной численности родов Prevotella (сем. Prevotellfceae), Capnocytophaga, Lachnoanaerobaculum, Bulleidea, Clostridium (сем. Clostridiaceae), Catonella, Kocuria, Solobacterium, Dialister у пациентов с ХПБ является признаком дисбиоза. Вместе с тем отмечалось значительное увеличение относительной численности рода Streptococcus в микробиоме мокроты пациентов с ХПБ. На основе этих данных можно говорить об общем дисбиотическом процессе с выделением одного доминирующего рода микроорганизмов. Такая картина у больных ХПБ может быть связана с особенностями течения воспалительного процесса в легких при данном заболевании. Длительное экспонирование промышленной пылью и повреждение эпителиальных клеток создают открытые зоны матрикса базальной мембраны, что облегчает прикрепление бактерий. Возникает ответная иммунная реакция, запускающая продукцию цитокинов TSLP, IL-25 и IL-33. Эти медиаторы могут индуцировать активацию ILC2, которые продуцируют IL-5 и IL-13, что приводит к миграции эозинофилов и гиперплазии бокаловидных клеток. Гиперплазия бокаловидных клеток приводит к накоплению слизи глубоко в дыхательных путях, создавая анаэробные ниши, которые ингибируют фагоцитоз и тем самым способствуют размножению бактерий. Воспалительные клетки выступают источниками катехоламинов, которые способны модулировать вирулентность бактерий [13]. Продукция активных форм азота одними микроорганизмами может обеспечивать необходимые концевые акцепторы электронов для роста других микроорганизмов в дыхательных путях.
На видовом уровне у пациентов с ХПБ доминирует вид Streptococcus agalactiae (см. табл. 3). Streptococcus agalactiae, также известный как B-гемолитический стрептококк группы B (СГВ), является важным условно-патогенным микроорганизмом. Он способен вызывать пневмонию, сепсис и менингит у новорожденных детей и больных с ослабленным иммунитетом [14].
Streptococcus agalactiae эффективно прикрепляется к клеткам легочного эпителия и обладает способностью к инвазии. Взаимодействия с клеткой легочного эпителия включают в себя прикрепление бактерии к молекулам внеклеточного матрикса, таким как агглютинин, фибронектин, фибриноген и ламинин, которые в свою очередь связывают интегрины (белки поверхности клетки-хозяина). Таким образом, на инвазивный потенциал СГВ оказывают влияние изменения в поверхностном протеоме клеток хозяина, которые могут быть вызваны различными патологиями легких [15]. Streptococcus agalactiae способен индуцировать апоптоз и некроз эпителиальных клеток легкого. При инфекциях, вызванных СГВ, отмечается увеличение концентрации активных форм кислорода (АФК) в клетках, что в свою очередь способствует снижению митохондриального мембранного потенциала, провоцируя начало запрограммированной гибели эпителиальных клеток легкого. Данные процессы могут приводить к активации каспаз. Каспазы обычно расщепляют несколько целевых белков, включая поли(АДФ-рибоза)-полимеразы (PARP). PARP в свою очередь участвуют в репарации повреждений ДНК и ремоделировании хроматина за счет поли-АДФ-рибозилирования гистонов. Таким образом, происходит нарушение процессов репарации поврежденной ДНК, что в свою очередь может приводить к канцерогенезу [16].
Ранее было установлено увеличение численности бактерий рода Streptococcus в образцах микробиома дыхательных путей у пациентов с идиопатическим фиброзом легких [17] и пациентов с раком легких [18]. Ряд исследований показал увеличение численности рода Streptococcus у пациентов с хронической обструктивной болезнью легких (ХОБЛ) [19]. Однако также есть данные об отсутствии различий в относительной процентной численности Streptococcus у пациентов с ХОБЛ и здоровыми донорами [20].
Таким образом, Streptococcus играет важную роль в патогенезе многих заболеваний респираторного тракта. Наше исследование показывает, что у лиц с диагностированным ХПБ показатели численности рода Streptococcus также значимо увеличены. Мы определили состав и количественные показатели различных бактериальных таксонов для пациентов с ХПБ, однако вклад микробиоты в течение данного заболевания требует дальнейшего изучения. Дальнейшие исследования на более широких выборках позволят оценить роль микробиоты в этиологии и патогенезе ХПБ.
Заключение
Полученные результаты показали, что таксономический профиль респираторного микробиома в исследуемой группе пациентов с ХПБ отличается от такового у здоровых людей. Выявленные различия относятся к параметрам альфа- и бета-разнообразия, которые оказались достоверно ниже в микробиоме пациентов по сравнению с контролем. Увеличение относительной численности рода Streptococcus в микробиоме мокроты пациентов с ХПБ позволяет говорить об общем дисбиотическом процессе с выделением одного доминирующего рода микроорганизмов при этой легочной патологии. Последующая валидация полученных результатов на увеличенных выборках позволит в будущем рассматривать выявленные таксоны в качестве метагеномных биомаркеров, ассоциированных с риском развития ХПБ.
Финансирование. Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Российского научного фонда №18-14-00022п.
Информация об исследованиях, где в качестве объектов выступали люди
Все участники были проинформированы о цели, методологии и возможных рисках исследования; информированное согласие было подписано каждым донором. Исследование было выполнено в соответствии с требованиями Этического комитета Кемеровского государственного университета.
При включении пациентов и контрольных доноров в исследование соблюдались этические принципы, предъявляемые Хельсинкской декларацией Всемирной медицинской ассоциации (World Medical Association Declaration of Helsinki, 1964, 2000). Исследование было одобрено комиссией по биомедицинской этике Кемеровского государственного университета (протокол №17/2021 от 05.04.2021).
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.