Срочная морфологическая диагностика в онкологии

Авторы:
  • Н. Н. Волченко
    Московский научно-исследовательский онкологический институт им. П.А. Герцена — филиал ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр радиологии» Минздрава России, Москва, Россия
  • О. В. Борисова
    Московский научно-исследовательский онкологический институт им. П.А. Герцена — филиал ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр радиологии» Минздрава России, Москва, Россия
  • В. Ю. Мельникова
    Московский научно-исследовательский онкологический институт им. П.А. Герцена — филиал ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр радиологии» Минздрава России, Москва, Россия
  • А. Г. Ермолаева
    Московский научно-исследовательский онкологический институт им. П.А. Герцена — филиал ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр радиологии» Минздрава России, Москва, Россия
  • Ю. К. Глухова
    Московский научно-исследовательский онкологический институт им. П.А. Герцена — филиал ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр радиологии» Минздрава России, Москва, Россия
  • Е. Н. Славнова
    Московский научно-исследовательский онкологический институт им. П.А. Герцена — филиал ФГБУ «Национальный медицинский исследовательский центр радиологии» Минздрава России, Москва, Россия
Журнал: Онкология. Журнал им. П.А. Герцена. 2020;9(1): 5-13
Просмотрено: 1017 Скачано: 284

Цель исследования — показать преимущества и ограничения срочной морфологической диагностики в онкологии. Материал и методы. За период с 2017 по 2019 г. срочное интраоперационное гистологическое исследование выполнено 765 пациентам, срочное интраоперационное цитологическое исследование — 2692 пациентам (24 877 объектов исследования). Для срочного гистологического исследования применяли криостатные срезы, препараты окрашивали гематоксилином и эозином. Срочное гистологическое исследование проводили в течение 20—30 мин. Для срочной окраски цитологических препаратов применяли набор Лейкодиф-200 (Чехия). Срочное цитологическое исследование занимает 10—15 мин. Для исследования экссудатов из серозных полостей, а иногда и лимфатических узлов применяли иммунофлюоресцентное исследование (ИФИ) с антителом к эпителиальному антигену Ber-EP4 FITC (Dako). ИФИ проводили на флюоресцентном микроскопе Carl Zeiss Imager M1. В период с 2011 по 2017 г. исследовано 218 образцов EBUS-FBNA, полученных от 172 пациентов: без применения ROSE-диагностики — 178, с применением — 40 наблюдений. Результаты. Достоверность интраоперационной морфологической верификации диагноза при гистологическом исследовании составляет 98—99%, при цитологическом исследовании — 95,2%, в 5% может быть сомнительной, в 1% наблюдений нельзя было решить вопрос о злокачественности процесса. Чувствительность исследования сторожевых лимфатических узлов (СЛУ) при раке молочной железы (РМЖ) составила 95,7%, специфичность — 99,7%, достоверность — 99,1%, эффективность — 93,1%. Срочное цитологическое исследование СЛУ при раннем РМЖ в 71% случаев позволило обнаружить макрометастазы рака. Микрометастазы составляют 16% от всех гистологически выявленных метастазов, из них цитологически обнаружено только 23% из всех микрометастазов. При меланоме метастазы в СЛУ выявлены в 5% наблюдений. При адекватном взятии материала точность срочной интраоперационной диагностики с целью уточнения степени распространенности опухолевого процесса составляет 97—98%. Чувствительность ROSE-диагностики при EBUS-TBNA составила 96%, специфичность — 100%, точность — 98%. Эффективность без ROSE составила 76%, с применением ROSE — 80%. У 40% пациентов применение ROSE позволило уточнить стадию опухолевого процесса. Заключение. Важность срочной интраоперационной морфологической диагностики в онкологии несомненна, поскольку является эффективным методом, способствует адекватному проведению хирургического лечения, которое является залогом длительной безрецидивной выживаемости. В настоящее время отмечается общая тенденция к уменьшению объема резецированных тканей с соблюдением принципов онкологической безопасности, что улучшает качество жизни пациентов и не ухудшает прогноз заболевания, поэтому количество интраоперационных морфологических исследований возрастает. Особенно актуально интраоперационное исследование СЛУ при РМЖ и меланоме, а также краев резекции при РМЖ. Также чрезвычайно актуальна ROSE-диагностика для морфологической верификации труднодоступных образований минимально инвазивными методами.

Ключевые слова:
  • срочное интраоперационное морфологическое исследование
  • сторожевой лимфатический узел
  • края резекции
  • ROSE-диагностика

КАК ЦИТИРОВАТЬ:

Волченко Н.Н., Борисова О.В., Мельникова В.Ю., Ермолаева А.Г., Глухова Ю.К., Славнова Е.Н. Срочная морфологическая диагностика в онкологии. Онкология. Журнал им. П.А. Герцена. 2020;9(1):5-13. https://doi.org/10.17116/onkolog202090115

Список литературы:

  1. Волченко Н.Н., Гладунова З.Д., Славнова Е.Н., Ермолаева А.Г., Мельникова В.Ю. Возможности цитологического исследования метастатического поражения лимфатических узлов. Клиническая лабораторная диагностика. 2009;12:39-43.
  2. Волченко Н.Н., Гладунова З.Д., Славнова Е.Н. Срочная интраоперационная цитологическая диагностика при опухолях различных локализаций. Пособие для врачей. М. 2004.
  3. Волченко Н.Н., Борисова О.В., Ермолаева А.Г., Мельникова В.Ю., Петров А.Н., Славнова Е.Н. Срочная интраоперационная морфологическая диагностика в онкологии. Онкология. Журнал им. П.А. Герцена. 2015;4(4):5-11. https://doi.org/10.17116/onkolog2015445-11
  4. Волченко Н.Н., Борисова О.В., Ермолаева А.Г., Мельникова А.Г., Глухова Ю.К. Срочное интраоперационное цитологическое исследование сторожевых лимфатических узлов при раннем раке молочной железы. Онкология. Журнал им. П.А. Герцена. 2019;8(3):169-174. https://doi.org/10.17116/onkolog2019803115169
  5. Cardoso AV, Neves I, Magalhães A, Sucena M, Barroca H, Fernandes G. The value of rapid on-site evaluation during EBUS-TBNA. Rev Port Pneumol. 2015;21(5):253-258. https://doi.org/10.1016/j.rppnen.2015.02.003
  6. Gupta N, Klein M, Chau K, Vadalia B, Khutti S, Gimenez C, Das K. Adequate at rapid on-site evaluation (ROSE), but inadequate on final cytologic diagnosis: Analysis of 606 cases of endobronchial ultrasound-guided trans bronchial needle aspirations (EBUS-TBNA). Diagn Cytopathol. 2019;47(5):367-373. https://doi.org/10.1002/dc.24121
  7. Walia S, Aron M, Hu E, Chopra S. Utility of rapid on-site evaluation for needle core biopsies and fine-needle aspiration cytology done for diagnosis of mass lesions of the liver. J Am Soc Cytopathol. 2019;8(2):69-77. https://doi.org/10.1016/j.jasc.2018.08.001
  8. Shield PW, Cosier J, Ellerby G, Gartrell M, Papadimos D. Rapid on-site evaluation of fine needle aspiration specimens by cytology scientists: a review of 3032 specimens. Cytopathology. 2014;25(5):322-329. https://doi.org/10.1111/cyt.12157
  9. Krishnan K, Dalal S, Nayar R, Keswani RN, Keefer L, Komanduri S. Rapid on-site evaluation of endoscopic ultrasound core biopsy specimens has excellent specificity and positive predictive value for gastrointestinal lesions. Dig Dis Sci. 2013;58(7):2007-2012. https://doi.org/10.1007/s10620-013-2613-1
  10. Takahashi Y, Kuroda H, Oya Y, Matsutani N, Matsushita H, Kawamura M. Challenges for real-time intraoperative diagnosis of high risk histology in lung adenocarcinoma: A necessity for sublobar resection. Thorac Cancer. 2019;10(8):1663-1668. https://doi.org/10.1111/1759-7714.13133
  11. Mikubo M, Naito M, Matsui Y, Shiomi K, Ichinoe M, Yoshida T, Satoh Y. Relevance of intraoperative pleural lavage cytology and histologic subtype in lung adenocarcinoma. Ann Thorac Surg. 2018;106(6):1654-1660. https://doi.org/10.1016/j.athoracsur.2018.07.035
  12. Sugiyama T, Tajiri T, Fujita H, Hiraiwa S, Toguchi S, Nomura N, Machida T, Nakamura Y, Nakagawa T, Yamada S, Iwazaki M, Nakamura N. Diagnostic utility and pitfalls of intraoperative pulmonary imprint cytology based on final pathological diagnoses. Cytopathology. 2019;30(1):74-81. https://doi.org/10.1111/cyt.12649
  13. Elif Ulker Akyildiz. Intraoperative pathology consultation for pulmonary lesions: errors and deferrals. Int J Clin Exp Pathol. 2015;8(7):7961-7966.
  14. Pavlakis K, Messini I, Vrekoussis T, Yiannou P, Panoskaltsis T, Voulgaris Z. Intraoperative assessment of epithelial and non-epithelial ovarian tumors: a 7-year review. Eur J Gynaecol Oncol. 2009;30(6):657-660.
  15. Sukumaran R, Somanathan T, Mathews A, Kattor J, Sambasivan S, Nair RP. Role of frozen section in intraoperative assessment of ovarian masses: a tertiary oncology center experience. Indian J Surg Oncol. 2014;5(2):99-103. https://doi.org/10.1007/s13193-014-0311-x
  16. Kurman R, Carcangiu M, Herrington C, Young RH. WHO Classification of tumours of female reproductive organs. Lyon: IARC Press; 2014.
  17. Faller E, Tunon de Lara C, Fournier M, Brouste V, Mathoulin-Pelissier S, Bussieres E, De Mascarel I, Macgrogan G. Accuracy of intraoperative imprint cytology of sentinel lymph nodes in cT1 infiltrating breast cancer. Bull Cancer. 2011;98(9):1047-57. https://doi.org/10.1684/bdc.2011.1433
  18. Upender S, Mohan H, Handa U, Attri AK. Intraoperative evaluation of sentinel lymph nodes in breast carcinoma by imprint cytology, frozen section and rapid immunohistochemistry. Diagn Cytopathol. 2009;37(12):871-875. https://doi.org/10.1002/dc.21120
  19. Perez-Sanchez VM, Vela-Chavez TA, Villarreal-Colin P, Bargallo-Rocha E, Ramirez-Ugalde MT, Munoz-Gonzalez D, Zeichner-Gancz I. Intraoperative touch imprint cytology of sentinel lymph nodes in breast cancer: experience at a tertiary care center in Mexico. Med Oncol. 2010;27(2):233-236. https://doi.org/10.1007/s12032-009-9197-9
  20. Faries MB, Thompson JF, Cochran AJ, Andtbacka RH, Mozzillo N, Zager JS, Jahkola T, Bowles TL, Testori A, Beitsch PD, et al. Completion dissection or observation for sentinel-node metastasis in melanoma. N Engl J Med. 2017;376(23):2211-2222. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1613210
  21. Leiter U, Stadler R, Mauch C, Hohenberger W, Brockmeyer N, Berking C, Sunderkötter C, Kaatz M, Schulte KW, Lehmann P, et al; German Dermatologic Cooperative Oncology Group (DeCOG). Complete lymph node dissection versus no dissection in patients with sentinel lymph node biopsy positive melanoma (DeCOG-SLT): a multicentre, randomised, phase 3 trial. Lancet Oncol. 2016;17(6):757-767. https://doi.org/10.1016/S1470-2045(16)00141-8
  22. Prieto VG. Sentinel lymph nodes in cutaneous melanoma. Clin Lab Med. 2017;37(3):417-430. https://doi.org/10.1016/j.cll.2017.05.002
  23. Wright FC, Souter LH, Kellett S, Easson A, Murray C, Toye J, McCready D, Nessim C, Ghazarian D, Hong NJL, Johnson S, Goldstein DP, Petrella T; Melanoma Disease Site Group. Primary excision margins, sentinel lymph node biopsy, and completion lymph node dissection in cutaneous melanoma: a clinical practice guideline. Curr Oncol. 2019;26(4):541-550. https://doi.org/10.3747/co.26.4885
  24. Jonjić N, Rajković Molek K, Seili-Bekafigo I, Grbac Ivanković S, Girotto N, Jurišić D, Zamolo G, Pavlović Ružić I, Prpić Massari L. Predictive value of intraoperative sentinel lymph node imprint cytology analysis for metastasis in patients with melanoma. Acta Dermatovenerol Croat. 2017;25(2):99-106.
  25. Soo V, Shen P, Pichardo R, Azzazy H, Stewart JH, Geisinger KR, Levine EA. Intraoperative evaluation of sentinel lymph nodes for metastatic melanoma by imprint cytology. Ann Surg Oncol. 2007;14(5):1612-1617.
  26. Fahy AS, Grotz TE, Keeney GL, Glasgow AE, Habermann EB, Erickson L, Hieken TJ, Jakub JW. Frozen section analysis of SLNs in trunk and extremity melanoma has a high false negative rate but can spare some patients a second operation. J Surg Oncol. 2016;114(7):879-883. https://doi.org/10.1002/jso.24430
  27. Ren M, Kong YY, Cai X, Shen XX, Lyu JJ. Application of sentinel lymph node biopsy in patients with melanoma. Zhonghua Bing Li Xue Za Zhi. 2018;47(5):360-365. https://doi.org/10.3760/cma.j.issn.0529-5807.2018.05.009
  28. Dandekar M, Lowe L, Fullen DR, Johnson TM, Sabel MS, Wong SL, Patel RM. Discordance in histopathologic evaluation of melanoma sentinel lymph node biopsy with clinical follow-up: results from a prospectively collected database. Ann Surg Oncol. 2014;21(11):3406-3411. https://doi.org/10.1245/s10434-014-3773-8
  29. Shi F, Zhang Q, Liang Z, Zhang M, Liu X. One-step nucleic acid amplification assay is an accurate technique for sentinel lymph node biopsy of breast cancer patients: a meta-analysis. Br J Cancer. 2017;117(8):1185-1191. https://doi.org/10.1038/bjc.2017.262
  30. Smits RW, Koljenović S, Hardillo JA, Ten Hove I, Meeuwis CA, Sewnaik A, Dronkers EA, Bakker Schut TC, Langeveld TP, Molenaar J, et al. Resection margins in oral cancer surgery: room for improvement. Head Neck. 2016;38(suppl 1):2197-2203. https://doi.org/10.1002/hed.24075
  31. Shin D, Park SS. Clinical importance and surgical decision-making regarding proximal resection margin for gastric cancer. World J Gastrointest Oncol. 2013;5(1):4-11. https://doi.org/10.4251/wjgo.v5.i1.4
  32. Heiss N, Rousson V, Ifticene-Treboux A, Lehr HA, Delaloye JF. Risk factors for positive resection margins of breast cancer tumorectomy specimen following breast-conserving surgery. Horm Mol Biol Clin Investig. 2017;32(2). https://doi.org/10.1515/hmbci-2017-0023
  33. Dämmrich M, Thomssen C, Hillemanns P, Kreipe H. Intraoperative pathological rapid investigations in breast surgery. Pathologe. 2012;33(5):424-429. https://doi.org/10.1007/s00292-012-1596-6
  34. Galimberti V, Taffurelli M, Leonardi MC, Aristei C, Trentin C, Cassano E, Pietribiasi F, Corso G, Munzone E, Tondini C, Frigerio A, Cataliotti L, Santini D. Surgical resection margins after breast-conserving surgery: Senonetwork recommendations. Tumori. 2016;3:284-289. https://doi.org/10.5301/tj.5000500
  35. Pilewskie M, Morrow M. Margins in breast cancer: How much is enough? Cancer. 2018;124(7):1335-1341. https://doi.org/10.1002/cncr.31221