Морфологические основы научных исследований в офтальмологии

Несмотря на стремительное развитие различных технологий визуализации в медицине, морфологическое исследование остается самым достоверным и точным методом оценки биологической организации органов и тканей, необходимым для решения целого спектра задач научного и прикладного характера. Морфология включает в себя комплекс наук, связанных с изучением строения живой материи во всех ее формах — от целых органов (анатомия), тканей (гистология), клеток (цитология) до клеточных органелл (электронная микроскопия). Объектами ее исследования служат: цитологический, биопсийный и операционный материал, а также секреты и экскреты человеческого организма. Результаты морфологического исследования составляют важную основу научного процесса, имеют первостепенное значение для распознавания и объяснения характера патологических процессов. Значение морфологии заключается еще и в том, что она реализует в медицине принцип структурности в виде теоретического постулата единства строения и функции, предполагающего, что в начале болезни изменения органов и систем не выходят за рамки так называемых функциональных расстройств [12]. Следует отметить, что по мере накопления знаний о строении, функциях и патологии отдельных органов и систем в морфологии возникли вполне самостоятельные разделы и направления: электронная микроскопия, гисто- и цитохимия, морфогенетика, иммуноморфология и т.д. Благодаря развитию современных медицинских технологий, в частности лучевой диагностики (рентгенологический, радионуклидный, магнитно-резонансный, ультразвуковой методы), практикующие врачи получили уникальную возможность прижизненно, в режиме реального времени получать изображения структуры различных органов и тканей [1, 10, 11, 24]. Но и в этом случае морфология не только сохраняет, но и укрепляет свое положение как фундаментальная наука, знание которой во многом позволяет врачам, во-первых, идентифицировать структурный эквивалент того или иного клинического состояния органа или ткани, во-вторых, выработать таргетный характер лечения, исходя из принципа, в данном случае, единства нарушения строения и функции, в-третьих, контролировать эффективность проводимого лечения.

В настоящем сообщении обобщены результаты многолетних морфологических исследований, проведенных в ходе выполнения различных научных разработок (в том числе в рамках сотрудничества с другими учреждениями) в НИИ глазных болезней РАМН.

Объектами исследования как с диагностической, так и научной точек зрения для нас служили секрет слезных и мейбомиевых желез, эпителий конъюнктивы, материал послеоперационной эксцизионной биопсии, фрагменты или глазное яблоко целиком.

Исследование слезы проводили модифицированным методом [4, 6] нативной кристаллографии [26], отражающим водно-белковое осмолярное состояние прекорнеальной слезной пленки, при патологии слезоотводящих путей и синдроме сухого глаза (ССГ). В норме были выделены основные формы кристаллизатов (рис. 1):

Рисунок 1. Различные формы кристаллизатов слезы в норме: в виде листьев папоротника (а), кустиковидные (в). При гиперосмолярности слезы (б) и абортивные формы (г) при патологии слезных органов. Фазовый контраст. Ув. 120.

типичные — в виде листьев папоротника (см. рис. 1, а) или кустиковидные (см. рис. 1, в) с четкими границами в виде шестигранников, обычно компактно расположенные на периферии образца. При патологии слезных органов последние приобретают абортивные формы, теряя четкие очертания (см. рис. 1, г). При ССГ в результате дефицита муцинового слоя нарушается стабильность прекорнеальной слезной пленки, повышается ее осмолярность за счет вапоризации слезы. Как следствие, на препаратах высушенной слезы вместо компактного рисунка, напоминающего лист папоротника, появляются центры кристаллизации в форме октаэдра с расходящимися от вершин прямыми лучами, отличающимися по размерам и степени арборизации (см. рис. 1, б). Представленный метод является доступным и неинвазивным способом выявления паттернов кристаллизатов слезы, отражающих дисбаланс муцина и электролитов слезы при различных заболеваниях глаза (и его вспомогательных органов) и особенно информативно проявляющийся при ССГ.

Впервые предложен метод, который позволяет косвенно судить о функции мейбомиевых желез по состоянию и проходимости устьев их выводных протоков [2]. Для этого к межреберному пространству верхнего и/или нижнего века прикладывают полоску миллипорового фильтра, которая затем окрашивается на липиды осмиевой кислотой. Практическая значимость метода заключается в возможности оценки состояния липидного компонента прекорнеальной слезной пленки по интенсивности прокрашивания (рис. 2, а, б)

Рисунок 2. Отпечаток межреберного пространства верхнего века, окрашенный на липиды. а — норма; б — практически отсутствие липидной смазки; в — закупорка значительной части устьев протоков мейбомиевых желез; г — тот же случай после сеанса массажа верхнего века.

прикладываемого фильтра, что немаловажно для выявления механизма развития ССГ (повышенная вапоризация слезы при недостаточности липидного слоя) и назначения соответствующей терапии. По мере внедрения метода было выявлено, что недостаточное или локальное прокрашивание фильтра при первой процедуре (см. рис. 2, в) вовсе не свидетельствует о функциональной недостаточности мейбомиевых желез. После проведения нескольких курсов массажа век полоска фильтра становилась интенсивно окрашенной (см. рис. 2, г), что указывало на возможность закупорки устьев протоков нормально функционирующих желез уплотнившимся секретом и/или слущенными клетками эпителия.

Закупорка сальными пробками протоков мейбомиевых желез в течение длительного времени способна вызвать в них застойные явления, увеличение размеров ацинусов и истончение железистого эпителия с появлением кистовидных изменений и последующей атрофией железистой ткани.

Модифицированный метод импрессионной цитологии [10, 17] заключается в микроскопическом исследовании отпечатков эпителия, это альтернативный общепринятому методу взятия мазка (соскоба) и отличающийся от последнего малоинвазивностью, простотой выполнения, не требующий использования местных анестетиков, часто вызывающих отек и нарушение обычной картины поверхностных эпителиоцитов. Импрессионная цитология показала свою эффективность в диагностике воспалительных процессов конъюнктивы различной этиологии: бактериальной (рис. 3, а),

Рисунок 3. Импрессионная цитология конъюнктивы. а — бактериальный конъюнктивит, лейкоциты указаны стрелками; б — хламидийная инфекция (тельца Провачека указаны стрелкой); в — акантамебная инфекция (указано стрелкой); г — змеевидный хроматин в ядрах эпителиоцитов при ССГ (указано стрелками). Окраска по Гимзе. Ув. 400.

хламидийной (см. рис. 3, б), акантамебной (см. рис. 3, в), вирусной, грибковой, аллергической, а также различных дистрофических состояний конъюнктивы (см. рис. 3, г).

Метод легко воспроизводим и может быть неоднократно повторен у одного и того же пациента, поскольку основан не на эрозирующем (как при соскобе), а гораздо менее травматичном десквамирующем воздействии на конъюнктиву. Противопоказаний к методу не выявлено. Анализ полученных с помощью данного метода результатов позволяет выявить и оценить изменения строения эпителиоцитов, состояние межклеточных контактов, степень их дистрофических изменений, плотность бокаловидных клеток, ядерно-цитоплазматическое соотношение, наличие и характер воспалительного экссудата, отложений фибрина, воспалительных и многоядерных клеток. Из внутриклеточных изменений определяются патологические включения в ядре (вирусные тельца); в цитоплазме — кокки, элементарные или инициальные тельца (хламидийная инфекция), микровакуолизация. При неспецифическом хроническом конъюнктивите методом импрессионной цитологии нередко удается выявить ведущий этиологический фактор (или факторы). Например, сочетание микрофлоры с признаками аллергического состояния может свидетельствовать о токсико-аллергической реакции организма. Дистрофические изменения эпителиоцитов: увеличенное ЯЦО, признаки кератинизации эпителия, снижение плотности бокаловидных клеток, появление «snake-like» хроматина в ядрах клеток (см. рис. 3, г) являются характерными признаками ССГ. Помимо диагностической ценности метод импрессионной цитологии позволяет проводить регулярный контроль за эффективностью проводимого лечения с возможной его коррекцией вплоть до получения конечного результата лечения.

Разработана и внедрена в клиническую практику методика взятия для цитологического исследования содержимого носослезных путей при дакриостенозах для выявления клеточного состава как стенки канала, так и воспалительного экссудата, отражающего характер заболевания, а также эффективность проводимого лечения [3, 5, 6, 23]. Для этого с помощью шприца через канюлю, вставленную в нижнюю (или верхнюю) слезную точку и соответствующий каналец, со средним усилием на поршень осуществляют однократное промывание слезоотводящих путей стерильным физиологическим раствором. Оттекающую жидкость из носослезного протока пропускают через предварительно приложенный к его устью стерильный тампон, а отфильтрованное на его поверхности содержимое переносят на стерильное предметное стекло. Полученный таким образом материал, содержащий фрагменты эпителиальной выстилки (рис. 4, а),

Рисунок 4. Цитологическое исследование содержимого носослезных путей. а — десквамированная эпителиальная выстилка (серозное воспаление); б — фибринозно-гнойный экссудат, кокки, лейкоциты в поле зрения; в — грибковая инфекция; г — непроходимость протока, фиброплазия стенки. Окраска по Гимзе. Ув. 400.

воспалительные клетки, экссудат, высушивают при комнатной температуре. После фиксации метиловым спиртом препарат окрашивают по Романовскому—Гимзе.

Критериями оценки являются плотность слизистого секрета, характер экссудата (серозный, фибринозный, гнойный, смешанный), состояние и количество, архитектоника эпителиальных клеток, характер и выраженность воспалительного инфильтрата (лейкоцитарный, макрофагальный, смешанный, локальный, диффузный), присутствие фибробластов (свидетельство склерозирования стенки), наличие и разновидность инфекции (кокковая, палочковая, грибковая (см. рис. 4, в), протозойная, вирусная). Для воспалительной стадии дакриостеноза характерно наличие колоний микроорганизмов, лейкоцитарной инфильтрации, повышенной десквамации дистрофически измененных эпителиоцитов, выстилающих носослезный проток (см. рис. 4, б). Присутствие в фибринозном экссудате разрозненных фибробластоподобных клеток и волокнистых структур расценивают как фибропластический вариант развития дакриостеноза (см. рис. 4, г).

Анализ цитологического материала позволил выявить основные причины дакриостенозов на фоне дистрофических, воспалительных и фибропластических реакций, суживающих просвет носослезных путей. В зависимости от результатов цитологического исследования, занимающего менее 30 мин, проводили своевременное патогенетически направленное лечение с возможностью регулярного мониторирования его эффективности.

В отдельном исследовании изучена структура образцов субретинальной ткани, удаленной во время эндохирургических операций у больных с сенильной макулярной дистрофией [18]. Анализ полученных результатов патогистологического исследования позволил выявить стадийность структурно-функциональных изменений в субмакулярной области, коррелирующих с клиническими данными. Началом заболевания могут быть нарастающие возрастные дистрофические изменения в клетках ретинального пигментного эпителия (РПЭ) и потеря ими функции фагоцитоза, транспорта и рециклирования ретиноидов. Вследствие этого в субпигментном пространстве накапливаются продукты метаболизма в виде коллоидного материала, который, увеличиваясь в размерах, вызывал расслоение и микродефекты в мембране Бруха и создавал стойкий очаг гипоксии с реализацией фазоформативного фактора (рис. 5, а).

Рисунок 5. Гистологическое исследование удаленной субретинальной ткани. а — отложение аморфного вещества под слоем РПЭ; б — врастание сосудов в аморфную ткань; в — образование фиброваскулярного дисковидного рубца: г — общий вид удаленной фиброглиальной мембраны. Полутонкие срезы. Окраска толуидиновым синим. Ув. 250 (а—в), 125 (г).

В результате со стороны хориокапилляров происходит врастание новообразованных сосудов и формирование локальной отслойки РПЭ от подлежащей мембраны Бруха. В РПЭ наряду с атрофией отмечают гипертрофию части клеток (см. рис. 5, б). Следующий этап субпигментных нарушений связан с появлением в фиброваскулярной ткани серозного или геморрагического экссудата вследствие повышенной проницаемости неососудов и дальнейшего фиброзного замещения хориоидальной гематомы с образованием дисковидного рубца (см. рис. 5, в). Его клеточный состав представлен (в убывающем порядке) фибробластами, пигментсодержащими макрофагами, глиальными клетками, редуцированными сосудами. Усиление фибротизации приводило к неравномерному истончению и атрофии субпигментно-эпителиальной массы, приобретающей вид истончающейся к периферии от субмакулярной области фиброглиальной мембраны с атрофированными клеточными элементами — результат дегенеративных изменений комплекса хориокапилляры—мембрана Бруха—РПЭ. Учитывая возможность распространения этого процесса по площади, неизбежно приводящего к гипоксии прилежащей ретинальной ткани, оправданным с морфологической точки зрения является хирургическое удаление субпигментно-эпителиальной мембраны (см. рис. 5, г).

Механизм действия ультрафиолетового лазерного излучения — фотоабляция — состоит в светоиндуцированном разрушении межмолекулярных связей без термического повреждения соседних участков ткани, что позволяет придавать роговице любой прогнозируемый геометрической профиль. Однако, как показал анализ серии работ, посвященных влиянию фоторефракционных операций на заживление роговицы [19—21, 25], в 2—5% случаев в послеоперационном периоде встречаются осложнения, в частности флер (в иностранной литературе «haze» — хейз) — локальные субэпителиальные помутнения поверхностной стромы роговицы.

В целях изучения особенностей регенераторного процесса в роговице после фоторефракционной кератопластики (ФРК) и, в частности, морфологического объяснения природы субэпителиального помутнения (хейза) роговицы было проведено гистологическое исследование пяти дисков роговицы пациентов, которым была произведена ФРК (на глубину до 150 мкм) или фототерапевтическая кератопластика — ФТК (на глубину 40—80 мкм) с помощью эксимерного лазера Nidek-5000 по поводу близорукости высокой степени (2 случая) и буллезной кератопатии (3 случая) соответственно. Через 2 нед, 2 и 3 мес (после ФТК), 4 и 6 мес (после ФРК) ввиду развития стойкого флера в центральной оптической зоне и по настоятельной просьбе пациентов им была проведена операция сквозной миникератопластики. Материал, полученный во время операции, исследовали на световом и электронно-микроскопическом уровнях.

Согласно результатам наших исследований, после ФРК эпителиальный покров из одного—двух слоев клеток полностью покрывает строму на 3—5-е сутки. Замедление реэпителизации до 1 нед является дополнительным фактором риска развития помутнения стромы и возможного инфицирования поверхности (рис. 6, а).

Рисунок 6. Морфологическое исследование материала после сквозной миникератопластики. а — начало регенерации стромы под двухслойным пластом эпителия; б — волнообразная форма коллагеновых волокон в формирующейся субэпителиальной строме; в — ранний хейз; г — субэпителиальная фиброплазия (поздний хейз). а, в, г — полутонкие срезы. Ув. 300; б — электронограмма. Ув. 5000.

Прерывистый характер базальной мембраны переднего эпителия в ранние сроки может быть причиной рецидивирующих эрозий роговицы. К 2—4 нед обычно наступает компенсаторная гиперплазия эпителия, направленная на ремоделирование, сглаживание нарушенной в результате фотоабляции поверхности роговицы. Эпителиальная гиперплазия, увеличивающая толщину роговицы на 18 мкм, приводит к регрессии эффекта операции на 1 дптр. Процессы окончательной дифференцировки эпителия обычно продолжаются в течение до 4 мес.

Отсутствие боуменовой мембраны в зоне абляции обусловливало волнообразный профиль эпителиально-стромального контакта с многочисленными щелевидными пространствами, снижение числа полудесмосомных контактов, уменьшающее прочность эпителиальной адгезии. В первые 3 дня после ФРК отмечалось некоторое уменьшение плотности кератоцитов в поверхностной строме, что некоторые авторы объясняют явлениями апоптоза, индуцированного отсутствием эпителиальной выстилки. Соседние и подлежащие слои стромы сохраняли ламеллярное строение за исключением самого центра зоны абляции, где через 2 нед наступает «заселение» рыхлой субэпителиальной ткани фибробластоподобными клетками (см. рис. 6, а). Синтезируемый ими стромальный коллаген отличался измененной пространственной организацией и появлением волнообразных пластин с увеличенным объемом экстрацеллюлярного матрикса, отличающегося преобладанием гиалуроновой кислоты над сульфатированным кератансульфатом, что в той или иной степени снижало прозрачность роговицы (см. рис. 6, б). Это явление, обозначаемое клиницистами как «хейз», по сути, является этапом и составной частью нормального процесса заживления стромы в ответ на различные повреждения и зачастую имеет преходящий характер.

Однако в зависимости от причины и объема повреждения стромы, например коррекции высокой степени миопии, возрастает риск появления персистирующей формы хейза. Морфологическим эквивалентом раннего хейза является сетевидное переплетение новообразованных коллагеновых волокон, заключенных в более обильный экстрацеллюлярный матрикс, инфильтрированный активированными фибробластами (см. рис. 6, в). Естественное хронологическое развитие хейза начинается в течение первого послеоперационного месяца, достигает пика между 1—3-м месяцами и затем в зависимости от степени проявления к 6 мес или даже 18 мес в виде повышенной плотности кератоцитов в поверхностной строме — поздний хейз (см. рис. 6, г). Постепенно зона фиброцеллюлярной активности трансформируется в обычную стромальную ткань. Таким образом, выявляемое после ФРК нарушение прозрачности роговицы морфологически представляет собой этап общебиологического процесса репаративной регенерации поврежденной ткани на стадии активной клеточной пролиферации, ремоделирования фибриллярных структур и восстановления свойств экстрацеллюлярного комплекса до исходных значений. Период заживления зависит от глубины фотоабляции: 18 мес — при глубине 130 мкм, 3 мес — при 60 мкм, 4 нед — при 40 мкм.

Морфологическое исследование является также неотъемлемой частью экспериментальной офтальмологии. В частности, проведено сравнительное экспериментально-морфологическое исследование биологической переносимости различных имплантационных материалов, применяемых в хирургии орбиты, от золотого стандарта — гидроксиапатита морского коралла (BioEye) и пористого полиэтилена высокой плотности (MEDPOR), до отечественных — углеродного войлока Карбокситестим М (НИИ «Графит), деминерализованного костного аллоимплантата (ЦИТО), аллопланта (Уфимский Всероссийский институт пластической хирургии), имплантата политетрафторэтиленового («НПК Экофлон») [7—9]. Показано, что при подкожной имплантации лабораторным животным (кролики, мыши) каждого из исследованных материалов развивался ряд в той или иной степени выраженных стереотипных реакций: пропитывание пористых материалов фибринозным воспалительным экссудатом с формированием 3-мерной каркасной сети из нитей фибрина, являющейся матрицей для врастания фиброваскулярной (наподобие грануляционной) ткани в следующей — продуктивной стадии воспаления (рис. 7, а).

Рисунок 7. Гистологическое исследование подкожного депо различных имплантационных материалов. а — 3-и сутки после имплантации. Пропитывание карбокситестима (КМ) фибринозным экссудатом; б — 2 нед после имплантации ПТФЭ. Отсутствие врастания ткани реципиента в поровое пространство; в — 1 мес в случае применения аллопланта. Макрофагальная гранулема, рассасывающая имплантат; г — 4 нед после имплантации КМ. Гигантоклеточная гранулема с клетками Лангханса. Парафиновые срезы. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 40 (а, б), 100 (в), 50 (г).

При этом скорость и глубина врастания этой ткани во многом зависели от пространственной структуры и адгезивных свойств материала. Параллельно происходило отграничение депо имплантата сначала рыхлой сосудистой, а затем плотной фиброзной тканью в виде капсулы. При этом скорость и глубина врастания фиброваскулярной ткани были максимальными в имплантаты с развитым поровым пространством, что в конечном счете к 6 мес обеспечивало надежную их иммобилизацию. В беспоровые имплантаты (ПТФЭ, аллоплант) практически не прорастала ткань реципиента, что предполагает при их постановке шовную фиксацию для профилактики смещений (см. рис. 7, б). Следует отметить, что гранулирующее воспаление, возникающее в зоне депо, могло иметь разновидность гранулематозного с появлением макрофагальных гранулем, частично резорбирующих аллогенные имплантаты (см. рис. 7, в) или гигантоклеточных гранулем с клетками Лангханса, особенно выраженных в случаях применения углеродного войлока (см. рис. 7, г). Важно, что в результате структурной перестройки врастающей и окружающей имплантат соединительной ткани возможно изменение объема и формы депо имплантата, а также частичное или полное его обнажение, что в отдаленные сроки может ухудшить косметический и функциональный эффект пластики орбитального вмешательства.

В ряде случаев для понимания сути патологических процессов, протекающих в глазу, необходимо иметь представление об особенностях и закономерностях становления соответствующих структур в эмбриональный период [13—16]. Так, при морфологическом исследовании переднего отрезка энуклеированных глаз недоношенных детей, умерших в различные сроки гестации, было показано, что к 24 нед область трабекулы была представлена рыхлой неоформленной (мезенхимальной) тканью. В прилежащих отделах склеры определялось несколько щелевидных пространств меридионального направления (рис. 8, а).

Рисунок 8. Гистологическое исследование пренатального становления различных структур дренажной системы глаза у человека. а — 24 нед гестации. На месте шлеммова канала несколько не связанных между собой щелевидных пространств (указано стрелкой); б — 25—26 нед гестации. Начало формирования цилиарных отростков и врастания в них сосудов (указано стрелкой); в — 27—28 нед гестации. Становление структур кровежидкостного барьера; г — 38 нед гестации. Дренажный комплекс практически полностью сформирован, включая юкстаканаликулярную ткань (указано стрелкой). Парафиновые срезы. Ув. 200 (а, б), 400 (в), 250 (г).

К 25—26 нед в результате неравномерного расширения одного из них начинало выделяться своим более крупным овальным просветом и эндотелиальной выстилкой — будущий шлеммов канал. Параллельно разрастались цилиарные отростки, ответственные за секрецию и избирательную фильтрацию внутриглазной жидкости (ВГЖ) (см. рис. 8, б). Примерно в эти же сроки прекращалась гемоциркуляция в сосудистой оболочке хрусталика (tunica vasculosa lentis — производное a. hyaloidea) — единственного до этого времени источника питания внутренних сред глазного яблока. Приобретение барьерной и насосной функций задним эпителием роговицы уменьшало поступление в роговицу ВГЖ, что вело к относительной дегидратации и «компактизации» стромы роговицы. Невозможность депонирования и свободного транспорта жидкости через роговицу стимулировало развитие секреторной функции цилиарными отростками и перенаправленности движения ВГЖ в сторону угла передней камеры (см. рис. 8, в). К 27 нед развития в трабекулярной ткани ядра фибробластоподобных клеток приобретали единообразную (тангенциальную) ориентацию, а с внутренней поверхности появлялись отдельные коллагеновые пластины. В 36—38 нед пластины корнеосклеральной трабекулы вполне развиты, хорошо прослеживалась их связь со склеральной шпорой.

Таким образом, становление дренажных путей происходит постепенно, начиная с 25—26 нед, вслед за редукцией внутриглазной гиалоидной системы кровообращения, началом секреторной функции цилиарного тела и развитием барьерных структур глаза. Относительное повышение внутриглазного давления при этом создавало условия для формирования наряду с эволюционно более древним увеосклеральным оттоком — новый эффективный путь транстрабекулярного дренирования ВГЖ. Развитие дефинитивного шлеммова канала из одного из предсуществующих интрасклеральных щелевидных расширений и его топография определялись вектором гидродинамического напряжения, и наступало несколько позже — к 38 нед гестации (см. рис. 8, г).

Эмбриология как раздел морфологии позволяет проследить эволюционный путь становления тех или иных органов, сосудисто-тканевых взаимоотношений [22], в частности, помочь решить важный с клинической точки зрения вопрос о границе водораздела между ретинальной и хориоидальной системами гемоциркуляции, участвующими в трофике сетчатой оболочки глаза человека. Известно, что с закрытием зародышевой щели внутренние структуры глаза получают питание за счет гиалоидной артерии, образующей сосудистую оболочку вокруг быстро растущего, формообразующего глазное яблоко в целом — хрусталика. С увеличением размеров глаза трофического потенциала гиалоидной артерии становится недостаточно. Появляются предпосылки развития иной, более эффективной специализированной системы обеспечения трофики растущих внутренних структур глаза. Передний отрезок начинает получать питание по диффузному типу, но уже за счет циркуляции ВГЖ. За ненадобностью редуцируется сосудистая оболочка хрусталика, а затем постепенно ретроградно—магистральный ствол гиалоидной артерии, вплоть до места его выхода в области диска зрительного нерва. В результате в преламинарной части гиалоидной артерии повышается гидростатическое давление. С другой стороны, для растущей сетчатки становится недостаточным имеющийся диффузный путь питания из сосудистой оболочки. Гистологически в это же время на внутренней поверхности сетчатки идентифицировалась перипапиллярная сеть из последовательно расположенных ангиобластов — своего рода неканализированный прообраз потенциального сосудистого русла (рис. 9, а).

Рисунок 9. Ангиологическое исследование пренатального становления ретинального кровеносного русла у человека. а — плод человека 10 см длины. Последовательно расположенные ангиобласты (указаны стрелками) как прообраз будущих ретинальных сосудов. АСТ — артерия стекловидного тела. Импрегнация по Куприянову; б — плод человека 13,5 см длины. Перфузия проксимальных отделов клеточного прообраза ретинальных сосудов. Инъекция тушь-желатиной; в — формирование артериол (А) и венул (В) из первичной капиллярной сети плода 22 см длины. Импрегнация по Ранвье; г — ретинальное русло плода человека 38 см длины в целом напоминает дифинитивную ангиоархитектонику. Инъекция тушьжелатиной. Плоскостные препараты сетчатой оболочки. Ув. 400 (а), 125 (б), 160 (в), 18 (г).

При стечении этих обстоятельств к 3,5—4 мес эмбриональной жизни происходило выбухание стенки ГА на уровне диска ЗН и перевод гиалоидного кровотока в ретинальный путем его «встраивания» в предсуществующую клеточную матрицу, приобретающую просвет, и отныне принимающей активное участие в процессе ретинального ангиогенеза. Позднее уже инъекционным методом можно было проследить постепенную сосудистую экспансию ретинальной поверхности (см. рис. 9, б). Из образующегося таким образом первичного капиллярного русла одновременно путем редукции части сосудов и в соответствии с вектором гемодинамического напряжения дифференцируются ретинальные артериолы, а затем венулы (см. рис. 9, в).

К 8 мес плодной жизни ретинальное сосудистое русло в целом напоминало дефинитивное, однако не достигало полного развития особенно в периферических своих отделах, где сосуды продолжали «освоение» новых территорий вслед за растущей сетчатой оболочкой (см. рис. 9, г). Как показало наше исследование, появление ретинального русла начинается, когда толщина сетчатки на гистологических срезах достигает 130—140 мкм. Во взрослом состоянии в заднем полюсе глаза эта толщина соответствует уровню наружного плексиформного слоя сетчатки. Следовательно, области метаболической ответственности ретинального и хориоидального кровотоков здесь перекрываются на уровне синаптических связей между первыми и вторыми нейронами. По мере истончения сетчатки этот уровень приближается к внутренней поверхности, нивелируя значимость ретинальных сосудов до такой степени, что для периферической сетчатки, где толщина ее не превышает 130 мкм, достаточным остается лишь диффузный тип питания со стороны хориокапилляров.

Таким образом, с развитием новых медицинских технологий качественные изменения произошли и в методологических подходах к морфологическим исследованиям. Наряду с классическими методами и методиками широко внедряются современные малоинвазивные и прижизненные методы лучевой диагностики, позволяющие в режиме реального времени получать различные варианты изображений внутренних органов и тканей. Однако каким бы профессионалом ни был лечащий врач, без углубленных знаний морфологии, по крайней мере в своей дисциплине, ему сложно будет оценить по полученным изображениям характер и степень структурных изменений в органах-мишенях и экстраполировать их на картину болезни, тем более сделать прогностическое заключение о неопластическом процессе. Лишь заключение патоморфолога (патогистолога, цитопатолога) является решающим в плане как постановки диагноза, особенно онкологическим больным, определения характера и объема лечебных мероприятий, так и оценки эффективности проводимого лечения. Морфология, будучи фундаментальной наукой, остается неотъемлемой частью клинико-экспериментального исследовательского направления в медицине и, в частности, в офтальмологии.