Сайт издательства «Медиа Сфера»
содержит материалы, предназначенные исключительно для работников здравоохранения. Закрывая это сообщение, Вы подтверждаете, что являетесь дипломированным медицинским работником или студентом медицинского образовательного учреждения.

Матющенко А.Г.

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт глазных болезней»

Будзинская М.В.

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт глазных болезней им. М.М. Краснова»

Петрачков Д.В.

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт глазных болезней»

Современные представления о структурных и биохимических свойствах стекловидного тела в норме и при увеличении аксиальной длины глаза

Авторы:

Матющенко А.Г., Будзинская М.В., Петрачков Д.В.

Подробнее об авторах

Журнал: Вестник офтальмологии. 2021;137(4): 110‑115

Прочитано: 2000 раз


Как цитировать:

Матющенко А.Г., Будзинская М.В., Петрачков Д.В. Современные представления о структурных и биохимических свойствах стекловидного тела в норме и при увеличении аксиальной длины глаза. Вестник офтальмологии. 2021;137(4):110‑115.
Matyushchenko AG, Budzinskaya MV, Petrachkov DV. Modern understanding of structural and biochemical characteristics of the vitreous in eyes with normal and increased axial length. Russian Annals of Ophthalmology. 2021;137(4):110‑115. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/oftalma2021137041110

Рекомендуем статьи по данной теме:

Исторически стекловидному телу (СТ) отводили формообразующую функцию, основываясь на функциональном состоянии авитреальных глаз, и не придавали высокой физиологической значимости. Тем не менее благодаря достижениям в области мультимодальной визуализации СТ и работам по биохимии и иммунологии появилась бесценная информация, доказывающая важную роль, казалось бы, невидимого «органа» в патофизиологических процессах многих состояний глаза.

СТ представляет собой бесцветное прозрачное гидрофильное вещество гелеобразной консистенции, заполняющее стекловидную камеру глазного яблока от задней поверхности хрусталика до внутренней пограничной мембраны (ВПМ). При общем объеме около 4 мл СТ в основном состоит из воды (около 98—99%), коллагеновых волокон, гликозаминогликанов (ГАГ; преимущественно гиалуронана), неколлагеновых белков (включая оптицин и версикан) и небольшого количества микроэлементов [1—4].

СТ практически не содержит клеток, в 50 мкм от ВПМ присутствует монослой мононуклеарных фагоцитов и гиалоцитов [5].

Биохимический состав стекловидного тела

СТ представляет собой субстанцию, состоящую из экстрацеллюлярного матрикса (ЭЦМ). Содержание воды в витреальном геле достигает 98—99,7%. ЭЦМ — это комплекс из комплементарных сетчатых макромолекул (фибриллярные белки, неколлагеновые гликопротеины и протеогликаны), а также органических и неорганических соединений [6, 7]. Основными фибриллярными белками СТ являются коллагены, придающие ткани оформленный вид, прочность, гибкость и устойчивость к тяговым силам. Практически весь коллаген СТ находится в однородных тонких гетеротипных фибриллах. Основную массу витреального геля составляет коллаген II типа (60—70%), коллагены V/XI и IX типов содержатся в СТ в значительно меньшей степени [6, 8—12].

Коллаген II типа транскрибируется из гена Col2A1. Он способен связываться с коллагеном XI типа, ковалентно сшивается с коллагеном IX типа и взаимодействует с протеогликанами, придает ткани прочность, стабильность структуры и герметичные свойства. Расщепление коллагена II типа в большей степени опосредуется коллагеназами семейства матриксных металлопротеиназ, в результате чего образуются специфические биомаркеры, такие как C-концевой телопептид коллагена II типа и C2C [13].

Коллаген V/XI типа — фибриллообразующий коллаген, составляющий около 10—25% от общего количества коллагена в СТ. Взаимодействуя с коллагеном II типа, он способен образовывать гетеротипные коллагеновые фибриллы [14]. Коллаген XI типа поддерживает определенный диаметр фибрилл коллагена II типа и межфибриллярное расстояние [15], препятствует возможности бокового роста коллагеновых фибрилл [16].

Коллаген IX типа составляет приблизительно 25% от содержания коллагенов всех типов в СТ [14]. Относится к семейству фибриллярных коллагенов с прерывистыми тройными спиралями. В СТ синтезируется в протеогликановой форме, содержащей единую цепь хондроитина сульфата (ХС), прикрепленную к α2- (IX) цепочке в домене NC3. ХС играет решающую роль в необходимом растяжении коллагеновых волокон, обеспечивая стабильность фибриллярной коллагеновой сети, что достигается за счет поддержания оптимального осмотического давления. ХС сформирован из повторяющихся дисахаридных единиц глюкуроновой кислоты и N-ацетил-D-галактозамина. Он стимулирует синтез гиалуроновой кислоты (ГК) и протеогликанов и угнетает действие протеолитических ферментов [15, 17, 18].

Протеогликаны представляют собой сложную группу гликозилированных белков, выполняющих ряд важных структурных и сигнальных функций. Типичный протеогликан состоит из корового белка с ковалентно присоединенными цепями ГАГ [19, 20]. ГАГ — это гетерополисахариды, состоящие из многократно повторяющихся дисахаридных цепей, мономерами которых являются глюкуроновые кислоты. Важной функцией ГАГ является способность связывать большое количество воды, тем самым придавая межклеточному веществу гелеобразную консистенцию. Преобладающим ГАГ внеклеточного матрикса СТ является ГК (гиалуронат), представляющая собой линейный полимерный ГАГ, построенный из повторяющихся дисахаридных остатков D-глюкуроновой кислоты и D-N-ацетилглюкозамина, соединенных β-1,4- и β-1,3-гликозидными связями. ГК впервые была описана K. Mayer и D. Palmer в 1934 г. [6, 21]. От других представителей ГАГ ее отличает то, что она синтезируется на поверхности плазматических мембран, в то время как большинство ГАГ синтезируются в аппарате Гольджи. Также гиалуронат не подвергается сульфатизации и способен взаимодействовать с гиалатгеринами. Некоторые исследователи предполагают, что ГК оказывает влияние на функциональные характеристики других макромолекул ЭЦМ и передачу сигнальной информации. ГК заполняет пространство между коллагеновыми фибриллами и имеет неравномерное распределение в СТ: наибольшие ее концентрации обнаруживаются в задних отделах кортикальных слоев [6, 22].

Гепарансульфат (ГС) также является разновидностью ГАГ. Углеводные цепи ГС состоят из N-ацетилированного/N-сульфатированного D-глюкозамина, который связан с D-глюкуроновой или L-идуроновой кислотой [20, 23]. ГС является основным компонентом базальных мембран, включая ВПМ сетчатки. В СТ взрослого человека ГС обнаруживается в достаточно низких концентрациях [24].

К неколлагеновым структурным белкам СТ относятся оптицин и фибриллины.

Оптицин — это внеклеточный гликопротеин из семейства внеклеточных матриксных белков с лейцин-обогащенным повтором, который гликозилируется через кластер сиалированных O-связанных олигосахаридов. В витреальную полость оптицин секретируется задним непигментированным эпителием цилиарного тела [25, 26].

Фибриллины — это гликопротеины, образующие микрофибриллы со специфической бисерной структурой. В СТ эти фибриллярные структуры содержатся в гораздо меньшем количестве по сравнению с коллагеновыми фибриллами. Роль фибриллинов в тканях является структурной, поскольку они придают тканевой структуре прочность и эластичность. Также фибриллины участвуют в регуляции различных субклеточных процессов, взаимодействуя с интегринами и синдеканами [27].

Что касается клеточного состава, СТ на 80% состоит из гиалоцитов. Наибольшие концентрации этих клеточных элементов присутствуют у основания СТ, в области диска зрительного нерва и крупных ретинальных сосудов, самые низкие концентрации — в экваториальной зоне. Гиалоциты принимают участие в биосинтезе коллагена и ГК, поддерживают постоянный синтез и метаболизм гликопротеинов, а также выполняют в витреальной полости функцию макрофагов [28—30].

Анатомия и морфология стекловидного тела

Передняя поверхность СТ в месте подхода к задней капсуле хрусталика имеет небольшое щелевидное углубление — пространство Бергера. Это пространство снаружи окружено кольцевидной гиалоидо-капсулярной связкой Вигера, которая является условной границей между зонулярным и ретролентальным отделами базальной мембраны СТ [31]. Основанием СТ называется область в форме пояска диаметром 2—2,5 мм, расположенная у зубчатой линии. В этой зоне радиально ориентированные коллагеновые фибриллы вставляются в эпителий цилиарного тела и сетчатку в области зубчатой линии и кпереди от нее, что способствует возникновению плотной адгезии СТ в этой зоне [32]. Центральное СТ составляет основную массу его объема. В этой зоне коллагеновые фибриллы распространяются в переднезаднем направлении. В передних отделах коллагеновые волокна вплетаются с волокна у основания СТ, сзади — в корковый слой. В центральной зоне СТ коллагеновые фибриллы находятся в самой низкой концентрации.

Кора СТ представляет собой тонкий слой (около 100—200 мкм), который окружает центральное СТ и имеет более высокую концентрацию коллагена, чем его центральная часть. Коллагеновые фибриллы кортикального слоя СТ располагаются параллельно поверхности сетчатки, это обеспечивает отсутствие коллагеновой инвазии во ВПМ [33]. Остатки передних кортикальных слоев в области основания СТ после проведения витрэктомии играют ключевую роль в образовании передней пролиферативной витреоретинопатии после успешно проведенного хирургического лечения [34, 35]. Гиалоидный (клокетов) канал (canalis hyaloideus Cloget) — это прозрачный канал, проходящий через СТ от области Мартеджани (area Martegiani) у диска зрительного нерва до задней поверхности хрусталика. В пренатальном периоде клокетов канал является периваскулярным пространством для прохождения гиалоидной артерии СТ, являющейся ветвью a. ophthalmica. Задачей гиалоидной артерии в процессе эмбриогенеза является кровоснабжение хрусталика; в норме к моменту рождения артерия полностью запустевает [2, 36—38].

В зависимости от топографических особенностей в витреальной полости выделяют ретроцилиарные, экваториальные и петалиформные (лепестковые) цистерны, также были описаны преоптическая и премакулярная сумки [2, 39—41]. Позже H. Itakura и соавт. [42] установили, что пациенты с миопией высокой степени имеют бо́льшую высоту заднего прекортикального витреального кармана, чем пациенты без осевой миопии. По результатам исследования архитектоники СТ З.А. Махачевой [43], в витреальной полости присутствует обменно-транспортная система: наличие направленного тока жидкости между передними и задними отделами стекловидной камеры способствует поддержанию гидродинамического баланса.

Разжижение стекловидного тела

СТ человека подвержено возрастным изменениям. В норме после 40 лет объем жидкости в СТ неуклонно увеличивается с сопутствующим уменьшением объема геля [44]. Есть данные о присутствии жидких фракций в веществе СТ приблизительно на 20% начиная с 4-летнего возраста [22]. Гелеобразная структура СТ поддерживается взаимодействиями его основных макромолекулярных компонентов: различных фибриллярных коллагенов, протеогликанов, гликопротеинов и ГК [45].

При исследовании разжиженного СТ с помощью световой и электронной микроскопии было установлено, что в переходных зонах всех образцов наблюдалось постепенное уменьшение количества коллагеновых волокон и, в меньшей степени, снижение концентрации протеогликанов. Кроме того, были обнаружены фрагментация коллагеновых волокон и агрегация протеогликановых молекул вокруг этих коллагеновых фрагментов. Однако ни клеток, ни клеточных фрагментов в этих областях не наблюдалось. Распад коллагеновых фибрилл на более мелкие фрагменты, по-видимому, имеет решающее значение для патогенеза возрастного разжижения СТ. Учитывая эти данные, можно сделать вывод, что в механизме разжижения СТ основная роль принадлежит ЭЦМ [46].

Существует мнение, что протеогликаны и оптицин препятствуют агрегации коллагеновых фибрилл, поддерживая оптимальное расстояние между ними. Процесс разжижения начинается с дисбаланса неколлагеновых протеогликанов, при уменьшении содержания которых баланс между фибриллами коллагена нарушается и происходит их агрегация [11]. M. Kodama и соавт. [47] в 2013 г. подтвердили эту теорию, сделав на основании проведенного эксперимента вывод, что коллапс трехмерной структуры СТ индуцируется в результате отделения гранул белка неколлагеновой структуры. Механизмы, лежащие в основе процесса деструкции, способствуют разжижению вещества СТ, что приводит к коллапсу его содержимого. Y. Seko и соавт. [48] были изучены изменения концентраций электролитов и белков в СТ цыплят с индуцированной миопией. По результатам исследования были получены данные о значительном увеличении объема жидких фракций СТ в глазах с увеличенным аксиальным размером. Усиленное разжижение сопровождалось изменением электролитного баланса: концентрации калия и фосфатов были снижены, в то время как концентрации хлоридов, наоборот, показывали высокие значения в сравнении с контрольной группой глаз (без осевого удлинения.)

Задняя отслойка стекловидного тела

Морфологически в витреальной полости можно наблюдать два отчетливых структурных изменения: с одной стороны, это прогрессивное увеличение объема жидких фракций (синхизис) [49], а с другой — обусловленное агрегацией коллагеновых волокон увеличение оптически плотных областей (синерезис) [11, 50—52]. Синхизис и синерезис — это физико-химические дегенеративные процессы, в результате которых происходит нарушение однородности структуры стекловидного геля [53, 54]. Морфологически эти процессы характеризуются диссоциацией ГК из коллагена, агрегацией коллагеновых фибрилл и образованием лакун (свободных от коллагена пространств, заполненных жидкостью) [55, 56]. Процессы синхизиса и синерезиса патофизиологически взаимосвязаны между собой и служат структурным проявлением дестабилизации ЭЦМ СТ [51]. В результате происходит так называемый коллапс СТ, вследствие чего витреоретинальная адгезия ослабевает, жидкость из витреальной полости через дефект задней гиалоидной мембраны проникает в ретрогиалоидное пространство, в результате чего происходит отделение задней гиалоидной мембраны от подлежащей ВПМ. Этот процесс носит название «задняя отслойка стекловидного тела» (ЗОСТ).

Частота развития ЗОСТ заметно увеличивается в возрасте от 50 до 70 лет [49, 57]. По данным аутопсии, к 80 годам жизни частота встречаемости ЗОСТ достигает 80% [58]. Также существуют данные о более раннем возникновении ЗОСТ у женщин, чем у мужчин [59]. ЗОСТ может быть частичной или полной. Частичную (неполную) ЗОСТ можно классифицировать на парамакулярную, перифовеальную и перипапиллярную [60]. Остаточная витреоретинальная адгезия при неполной ЗОСТ может спровоцировать витреоретинальную тракцию с образованием шизиса на уровне различных ретинальных слоев, витреомакулярного тракционного синдрома вплоть до формирования сквозного макулярного отверстия [4, 11, 61].

Задняя отслойка стекловидного тела при миопии. ЗОСТ возникает в более раннем возрасте у пациентов с миопией высокой степени по сравнению с пациентами без осевого удлинения глазного яблока [42, 60]. По данным многочисленных исследований, при осевой миопии ЗОСТ наблюдается значительно чаще и происходит примерно на 10 лет раньше, чем у пациентов с эмметропией [62, 63]. K. Hayashi и соавт. [60] установили, что как частичная, так и полная ЗОСТ у пациентов до 20 лет встречается значимо чаще при миопии высокой степени. Также значимо чаще наблюдается плотная витреоретинальная адгезия в области крупных ретинальных сосудов у пациентов с аксиальным удлинением глазного яблока [64]. H. Itakura и соавт. [42] в ходе проведенных исследований обнаружили, что у пациентов с миопией высокой степени остатки коркового слоя СТ сохранялись в области макулы после полной ЗОСТ в 40,5% случаев.

При осевой миопии морфологические изменения в структуре витреального геля практически аналогичны сенильным. Однако в ряде исследований была продемонстрирована корреляционная зависимость между дегенерацией СТ и интравитреальным увеличением концентрации протеолитических ферментов и биомаркеров окислительного стресса при осевом удлинении глазного яблока, что в конечном счете приводит к изменению в структуре фибриллярного коллагена, коллапсу СТ и отделению задней гиалоидной мембраны от подлежащей сетчатки [65, 66].

Заключение

Очевидно, фибриллярный коллаген является наиважнейшей молекулой для поддержания необходимого состояния витреального геля. Остальные макромолекулы взаимодействуют друг с другом, обеспечивая стабильность коллагеновой сети. В результате усиленной агрегации коллагеновых фибрилл с возрастом происходит увеличение доли жидких фракций СТ с сопутствующим уменьшением объема геля. В глазах с осевой миопией аналогичные процессы происходят в более ранние сроки.

Необходимо отметить, что биохимическим и структурным изменениям СТ при миопии (определению патогенетических причин возникновения усиленного разжижения стекловидного геля) на сегодняшний день уделяется недостаточно внимания. Однако несомненно, что понимание особенностей биохимических процессов, происходящих в СТ, остается актуальной проблемой офтальмологии.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

The authors declare no conflicts of interest.

Литература / References:

  1. Голощапова А.К. Структура и патология стекловидного тела глаза. Вестник совета молодых ученых и специалистов Челябинской области. 2017;4(19)3:24-29. 
  2. Алексеев И.Б., Белкин В.Е., Самойленко А.И., Гулария А.А. Стекловидное тело. Строение, патология и методы хирургического лечения (обзор литературы). РМЖ. Клиническая офтальмология. 2014;(4):224. 
  3. Sebag J. Vitreous: The resplendent enigma. Brit J Ophthalmol. 2009;93:989-991.  https://doi.org/10.1136/bjo.2008.155069
  4. Milston R, Madigan MC, Sebag J. Vitreous floaters: Etiology, diagnostics, and management. Surv Ophthalmol. 2016;61:211-227.  https://doi.org/10.1016/j.survophthal.2015.11.008
  5. Kita T, Sakamoto T, Ishibashi T II. Vitreous. In: Hyalocytes D. Essential Vitreous Cells in Vitreoretinal Health and Disease. Berlin—Heidelberg, Germany: Springer; 2014.
  6. Le Goff MM, Bishop PN. Adult vitreous structure and postnatal changes. Eye (Lond.). 2008;22:1214-1222. https://doi.org/10.1038/eye.2008.21
  7. Whikehart DR. Biochemistry of the eye. 2nd ed. Philadelphia: Butterworth-Heinemann; 2003.
  8. Donati S, Caprani SM, Airaghi G. Vitreous Substitutes: The Present and the Future. Hindawi Publishing Corporation BioMed Res Int. 2014;2014:351804. https://doi.org/10.1155/2014/351804
  9. Рева Г.В., Рева И.В., Ямамото Т. Структура стекловидного тела глаза человека. Тихоокеанский медицинский журнал. 2011;(1):65-69. 
  10. Spitzer MS, Januschowski K. Aging and age-related changes of the vitreous body. Ophthalmologe. 2015;112(7):552-558.  https://doi.org/10.1007/s00347-015-0031-9
  11. Bishop PN. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Prog Retin Eye Res. 2000;19(3):323-344.  https://doi.org/10.1016/S1350-9462(99)00016-6
  12. Bishop PN, Crossman MV, McLeod D, Ayad S. Extraction and characterization of the tissue forms of collagen types II and IX from bovine vitreous. Biochem J. 1994;299:497-505.  https://doi.org/10.1042/bj2990497
  13. Gudmann NS, Karsdal MA. Chapter 2 — Type II Collagen. In: Karsdal MA. Biochemistry of Collagens, Laminins and Elastin. Academic Press. 2016;13-20.  https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809847-9.00002-7
  14. Bos KJ, Holmes DF, Kadler KE, McLeod D, Morris NP, Bishop PN. Axial structure of the heterotypic collagen fibrils of vitreous humour and cartilage. J Mol Biol. 2001;306:1011-1022. https://doi.org/10.1006/jmbi.2000.4429
  15. Luo YY, Karsdal MA. Chapter 11 — Type XI Collagen. Type XI Collagen. In: Karsdal MA. Biochemistry of Collagens, Laminins and Elastin. Academic Press; 2016;77-80.  https://doi.org/10.1016/b978-0-12-809847-9.00011-8
  16. Gregory KE, Oxford JT, Chen Y, Gambee JE, Gygi SP, Aebersold R, et al. Structural organization of distinct domains within the non-collagenous N-terminal region of collagen type XI. J Biol Chem. 2000;275:11498-11506. https://doi.org/10.1074/jbc.275.15.11498
  17. Yada T, Suzuki S, Kobayashi K, Kobayashi M, Hoshino T, Horie K, et al. Occurrence in chick embryo vitreous humour of a type IX collagen proteoglycan with an extraordinarily large chondroitin sulphate chain and short α1 polypeptide. J Biol Chem. 1990;265:6992-6999.
  18. Буйлова Т.В. Открытое рандомизированное исследование эффективности и безопасности препарата «Хондроксид» в комплексном лечении больных с хронической вертеброгенной люмбоишиалгией. РМЖ. 2010; 17:1678-1686.
  19. Karamanos N, Piperigkou Z, Theocharis A, Watanabe H, Franchi M, Baud S, Brézillon S, Götte M, Passi A, Vigetti D, Ricard-Blum S, Sanderson R, Neill T, Iozzo R. Proteoglycan chemical diversity drives multifunctional cell regulation and therapeutics. Chem Rev. 2018;118:9152-9232. https://doi.org/10.1021/acs.chemrev.8b00354
  20. Li JP, Kusche-Gullberg M. Heparan sulfate: biosynthesis, structure, and function. Int Rev Cell Mol Biol. 2016;325:215-273.  https://doi.org/10.1016/bs.ircmb.2016.02.009
  21. Meyer K, Palmer JW. Meyer K, Palmer JW. The polysaccharide of the vitreous humor. Journal of Biological Chemistry. J Biol Chem. 1934; 107:629-634. 
  22. Balazs EA, Denlinger JL. Ageing changes in the vitreous. In: Dismukes K, Sekular R (eds). Ageing and human visual function. New York: Alan R Liss, Inc; 1982;45-57. 
  23. Суховских А.В., Григорьева Э.В. Протеогликаны в нормальной физиологии и канцерогенезе. Успехи молекулярной онкологии. 2018;5(1):8-25.  https://doi.org/10.17650/2313-805X-2018-5-1-8-25
  24. Halfter W, Dong S, Schurer B, Ring C, Cole GJ, Eller A. Embryonic synthesis of the inner limiting membrane and vitreous body. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005;46:2202-2209. https://doi.org/10.1167/iovs.04-1419
  25. Halfter W, Dong S, Dong A, Eller AW, Nischt R. Origin and turnover of ECM proteins from the inner limiting membrane and vitreous body. Eye. 2008;22:1207-1213. https://doi.org/10.1038/eye.2008.19
  26. Le Goff MM, Sutton MJ, Slevin M, Latif A, Humphries MJ, Bishop PN. Opticin exerts its anti-angiogenic activity by regulating extracellular matrix adhesiveness. J Biol Chem. 2012;287(33):28027-28036. https://doi.org/10.1074/jbc.M111.331157
  27. Ramirez F, Caescu C, Wondimu E, Galatioto J. Marfan syndrome. A connective tissue disease at the crossroads of mechanotransduction, TGFbeta signaling and cell stemness. Matrix Biol. 2018;71:82-89.  https://doi.org/10.1016/j.matbio.2017.07.004
  28. Ogawa K. Scanning electron microscopic study of hyalocytes in the guinea pig eye. Arch Histol Cytol. 2002;65(3):263-268.  https://doi.org/10.1679/aohc.65.263
  29. Суетов А.А., Бойко Э.В. Гиалоциты стекловидного тела и их значение в глазной патологии. Вестник офтальмологии. 2018;134(6):94-101.  https://doi.org/10.17116/oftalma201813406194
  30. Sakamoto T, Ishibashi T. Hyalocytes: essential cells of the vitreous cavity in vitreoretinal pathophysiology. Retina. 2011;31(2):222-228.  https://doi.org/10.1097/IAE.0b013e3181facfa9
  31. Kishi S. Vitreous Changes in Myopia In: Kishi S. Pathologic Myopia. New York, NY: Springer; 2013. https://doi.org/10.1007/978-1-4614-8338-0_11
  32. Sebag J, Balasz EA, Flood MT. The fibrous structure of the human vitreous. Ophthalmologia. 1984;88:62-73. 
  33. Sebag J. Age-related differences in the human vitreo-retinal interface. Ophthalmology. 1991;109:966-971.  https://doi.org/10.1001/archopht.1991.01080070078039
  34. Green WR, Sebag J. Vitreoretinal interface. In: Ryan SJ, ed. Retina. Elsevier, Mosby; 2006;1921-1991.
  35. Sebag J, Balazs EA. Human vitreous fibres and vitreoretinal disease. Trans Ophthalmol Soc UK. 1985;104:123-128. 
  36. Apple DJ, Rabb MF. Developmental anomalies. In: Apple DJ, Rabb MF, eds. Ocular pathology: clinical applications and selfassessment. 3rd ed. St Louis, Missouri: The C.V. Mosby Company; 1985;14-60. 
  37. Mann IC, ed. The vitreous and suspensory ligament of the lens. The development of the human eye. London: Cambridge University Press; 1928.
  38. Гамидов А.А., Дуржинская М.Х., Макашова Н.В., Сакалова Е.Д., Велиева И.А. Персистирующая артерия стекловидного тела у взрослого (клиническое наблюдение). Вестник офтальмологии. 2020;136(4):214-218.  https://doi.org/10.17116/oftalma2020136042214
  39. Worst JGF. Extracapsular surgery in lens implantation (Binkhorst lecture). Part IV. Some anatomical and pathophysiological implications. J Am Intraocul Implant Soc. 1978;(4):7-14. 
  40. Worst JGF, Los LI. Cisternal Anatomy of the Vitreous. Amsterdam—York: Kugler Publications; 1995.
  41. Kishi S, Shimizu K. Posterior precortical vitreous pocket. Arch Ophthalmol. 1990;108(7):979-982.  https://doi.org/10.1001/archopht.1990.01070090081044
  42. Itakura H, Kishi S, Li D, Nitta K, Akiyama H. Vitreous changes in high myopia observed by swept-source optical coherence tomography. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2014;55(3):1447-1452. https://doi.org/10.1167/iovs.13-13496
  43. Махачева З.А. Анатомия стекловидного тела. Учебное пособие для послевузовского профессионального образования врачей. М.: Руспринт; 2006.
  44. Schulz A, Wahl S, Rickmann A, et al. Age-Related Loss of Human Vitreal Viscoelasticity. Transl Vis Sci Technol. 2019;8(3):56.  https://doi.org/10.1167/tvst.8.3.56
  45. Balazs EA. Fine structure and function of ocular tissues. The vitreous. Int Ophthalmol Clin. 1973 Fall;13(3):169-187. 
  46. Los LI, van der Worp RJ, van Luyn MJA, Hooymans JMM. Age-Related Liquefaction of the Human Vitreous Body: LM and TEM Evaluation of the Role of Proteoglycans and Collagen. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003;44(7): 2828-2833. https://doi.org/10.1167/iovs.02-0588
  47. Kodama M, Matsuura T, Hara Y. Structure of vitreous body and its relationship with liquefaction. J Biomed Sci Engineer. 2013;6:739-745. 
  48. Seko Y, Shimokawa H, Pang J, Tokoro T. Disturbance of electrolyte balance in vitreous of chicks with form-deprivation myopia. Jpn J Ophthalmol. 2000;44:15-19.  https://doi.org/10.1016/S0021-5155(99)00177-X
  49. Foos RY, Wheeler NC. Vitreoretinal juncture. Synchysis senilis and posterior vitreous detachment. Ophthalmology. 1982;89(12):1502-1512. https://doi.org/10.1016/s0161-6420(82)34610-2
  50. Bishop PN, Holmes DF, Kadler KE, McLeod D, Bos KJ. Age-related changes on the surface of vitreous collagen fibrils. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004;45:1041-1046. https://doi.org/10.1167/iovs.03-1017
  51. Sebag J. Age-related changes in human vitreous structure. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 1987;225(2):89-93.  https://doi.org/10.1007/bf02160337
  52. Fincham GS, James S, Spickett C, Hollingshead M, Thrasivoulou C, Poulson AV, McNinch A, Richards A, Snead D, Limb GA, Snead MP. Posterior Vitreous Detachment and the Posterior Hyaloid Membrane. Ophthalmology. 2018;125(2):227-236.  https://doi.org/10.1016/j.ophtha.2017.08.001
  53. Ankamah E, Sebag J, Ng E, Nolan JM. Vitreous Antioxidants, Degeneration, and Vitreo-Retinopathy: Exploring the Links. Antioxidants (Basel). 2019;9(1):7.  https://doi.org/10.3390/antiox9010007
  54. Ермолаев А.П., Новиков И.А., Мельникова Л.И., Котляр К.Е. Сравнительная характеристика химического состава витреального содержимого кадаверных глаз и глаз с рефрактерной терминальной глаукомой. Вестник офтальмологии. 2018;134(5):195-201.  https://doi.org/10.17116/oftalma2018134051195
  55. Worst JGF. Cisternal systems of the full developed vitreous body in the young adult. Trans. Ophthalmol Soc UK. 1977;97:550-554. 
  56. Харлап С.И., Салихова А.Р., Мирошник Н.В., Новиков И.А., Аветисов С.Э. Особенности структуры стекловидного тела при астероидном гиалозе. Вестник офтальмологии. 2020;136(4):26-36.  https://doi.org/10.17116/oftalma202013604126
  57. Balazs EA, Flood MT. Data first presented at 3rd International Congress for Eye Research, Osaka, Japan. In: Sebag J, ed. The vitreous. New York: Springer; 1989.
  58. Fujimoto JG, Brezinski ME, Tearney GJ, et al. Optical biopsy and imaging using optical coherence tomography. Nat Med. 1995;1(9):970-972.  https://doi.org/10.1038/nm0995-970
  59. Hayashi K, Sato T, Manabe SI, Hirata A. Sex-related differences in the progression of posterior vitreous detachment with age. Ophthalmol Retina. 2019; 3:237-243.  https://doi.org/10.1016/j.oret.2018.10.017
  60. Hayashi K, Manabe S, Hirata A, Yoshimura K. Posterior vitreous detachment in highly myopic patients. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2020;61(4):33.  https://doi.org/10.1167/iovs.61.4.33
  61. Малышев А.В., Трубилин В.Н., Маккаева С.М., Янченко С.В., Лысенко О.И., Аль-Рашид З.Ж. Современные представления об изменениях структуры стекловидного тела в процессе его естественной и патологической инволюции. Фундаментальные исследования. 2013;9(3): 523-529. 
  62. Oksala A. Ultrasonic findings in the vitreous body at various ages. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 1978;207:275-283.  https://doi.org/10.1007/BF00431165
  63. Gupta P, Yee KM, Garcia P, Rosen RB, Parikh J, Hageman GS, et al. Vitreoschisis in macular diseases. Br J Ophthalmol. 2011;95(3):376-380.  https://doi.org/10.1136/bjo.2009.175109
  64. Takahashi H, Tanaka N, Shinohara K, et al. Ultra-Widefield Optical Coherence Tomographic Imaging of Posterior Vitreous in Eyes With High Myopia. Am J Ophthalmol. 2019;206:102‐112.  https://doi.org/10.1016/j.ajo.2019.03.011
  65. Wei Q, Zhang T, Fan J, et al. Pathological myopia-induced antioxidative proteins in the vitreous humor. Ann Transl Med. 2020;8(5):193.  https://doi.org/10.21037/atm.2020.01.63
  66. Yue Y, Hsiao YW, Zhou JB. Association between MMP/TIMP Levels in the Aqueous Humor and Plasma with Axial Lengths in Myopia Patients. Biomed Res Int. 2020;2020:2961742. Epub 2020 Jun 10.  https://doi.org/10.1155/2020/2961742

Подтверждение e-mail

На test@yandex.ru отправлено письмо со ссылкой для подтверждения e-mail. Перейдите по ссылке из письма, чтобы завершить регистрацию на сайте.

Подтверждение e-mail

Мы используем файлы cооkies для улучшения работы сайта. Оставаясь на нашем сайте, вы соглашаетесь с условиями использования файлов cооkies. Чтобы ознакомиться с нашими Положениями о конфиденциальности и об использовании файлов cookie, нажмите здесь.