Введение
Стимуляция овуляции в программах вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ) является важнейшей составляющей успеха. В последние десятилетия достигнуто заметное продвижение в разработке новых максимально персонифицированных протоколов стимуляции. Изначально для подавления овуляции применялись агонисты гонадотропин-релизинг гормона (ГнРГ), а затем антагонисты ГнРГ. Тем не менее аналоги ГнРГ имеют несколько заметных недостатков, таких как повышенный риск развития синдрома гиперстимуляции яичников (СГЯ) после использования в качестве триггера хорионического гонадотропина человека (ХГч), преждевременная лютеинизация, а также спонтанная овуляция. До развития методов витрификации не представлялось возможным использовать гестагены во время контролируемой овариальной стимуляции (КОС), поскольку это негативно влияет на рецептивность эндометрия. Безопасность и высокая эффективность методов витрификации была подтверждена, и в качестве альтернативы переносу свежих эмбрионов появилась политика «замораживания всего» [1].
Первым, кто представил прогестин-праймированную стимуляцию яичников (progestin-primed1 ovarian stimulation — PPOS) взамен традиционных схем стимуляции суперовуляции (ССО), был N. Iwami и соавт. [2]. По данным Международного комитета по мониторингу вспомогательных репродуктивных технологий (ICMART) и Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) [3], PPOS — это пероральное введение экзогенных прогестеронов, таких как медроксипрогестерона ацетат (МПА) и дидрогестерон, микронизированный прогестерон, начиная с ранней фолликулярной фазы, используемые в сочетании с гонадотропинами во время КОС при лечении методом экстракорпорального оплодотворения (ЭКО)/ интрацитоплазматической инъекции сперматозоида (ИКСИ). За последние 5 лет были проведены многочисленные клинические испытания, чтобы выяснить, является ли протокол PPOS безопасным и эффективным для использования у пациенток с бесплодием, включая женщин с нормальной функцией яичников, с синдромом поликистозных яичников (СПКЯ) [4, 5], неадекватным ответом яичников [6, 7], позднего репродуктивного возраста [8] и доноров ооцитов [9].
Материал и методы
В ретроспективное когортное исследование была включена 201 женщина молодого репродуктивного возраста с сохранным овариальным резервом — донор ооцитов — в период с января 2018 г. по сентябрь 2020 г. в Международном клиническом центре репродуктологии PERSONA.
Все доноры были разделены на две группы. В 1-ю группу (основную) вошли 108 доноров ооцитов, стимуляция которым проводилась в соответствии с программой PPOS, во 2-ю группу (контрольную) вошли 93 донора, у которых применялась схема стимуляции яичников антагонистами ГнРГ в качестве блокировки пика эндогенного лютеинизирующего гормона (ЛГ). Все полученные ооциты были распределены среди реципиентов — оплодотворены, культивированы; эмбрионы с хорошей морфологией на 5-й и 6-й дни были криоконсервированы с предварительной биопсией трофэктодермы для проведения предымплантационного генетического скрининга методом сравнительной геномной гибридизации на микрочипах — Microarray-based Comparative Genomic Hybridization (aCGH).
Стимуляция яичников и культивирование эмбрионов
Прогестин-праймированная овариальная стимуляция — PPOS. Пациенткам основной группы назначали менопаузальный гонадотропин человека — чМГ (менотропин-менопур) в дозе от 150 до 225 МЕ/сут и рекомбинантный фолликулостимулирующий гормон — ФСГ (Гонал Ф.) в дозе от 75 до 150 МЕ/сут со 2—3-го дня менструации после ультразвукового исследования (УЗИ) и анализа крови на подтверждение исходного профиля гормонов.
В качестве прогестеронового препарата использовали микронизированный прогестерон утрожестан в дозировке 200 или 100 мг/сут перорально до дня введения триггера. Фолликулярный мониторинг начинали с 7—8-го дня менструального цикла (МЦ) и проводили каждые 2—3 дня путем трансвагинального УЗИ для регистрации количества и размеров растущих фолликулов. Дозировку гонадотропинов корректировали в зависимости от ответа на стимуляцию. Так, при достижении 3 и более доминантных фолликулов диаметром 18 мм назначали триггер из группы агонистов ГнРГ (диферелин 0,2 мг). При росте фолликулов в количестве до 12 использовали двойной триггер-агонист ГнРГ (диферелин 0,2 мг) в сочетании с ХГч 5000 МЕ. Трансвагинальную пункцию фолликулов проводили через 34—36 ч после применения триггера под контролем УЗИ. Все фолликулы диаметром более 14 мм были пропунктированы.
Процесс оплодотворения яйцеклеток осуществляли in vitro путем классического ЭКО или ИКСИ в зависимости от качества спермы. Культивирование проводили до стадии бластоцисты, затем эмбрионы с хорошей морфологией замораживали методом витрификации на 5-й или 6-й день развития с предварительной биопсией трофэктодермы.
Протокол с антагонистами ГнРГ. В протоколе с антагонистами ГнРГ стимуляцию суперовуляции проводили чМГ — менопуром в дозе от 150 до 225 МЕ/сут и рекомбинантным ФСГ — гоналом Ф. в дозе от 75 до 150 МЕ/сут со 2—3-го дня менструации, после УЗИ и анализа крови, подтверждающего исходный профиль гормонов. Фолликулярный мониторинг начинали через 3—4 дня и проводили каждые 2—3 дня с помощью трансвагинального УЗИ для регистрации количества и размеров растущих фолликулов. При достижении одним или двумя доминантными фолликулами диаметра 14 мм назначали антагонист ГнРГ — цетрореликс в дозе 0,25 мг/сут для подавления преждевренного пика эндогенного ЛГ, который вводили подкожно до дня триггера. Завершающую стадию созревания ооцитов запускали при достижении двумя или тремя доминантными фолликулами диаметра 18 мм путем введениия триггера диферелина (0,2 мг). При росте фолликулов в количестве до 12 штук использовали двойной триггер — диферелин (0,2 мг) в сочетании с ХГч 5000 МЕ.
Трансвагинальную пункцию фолликулов проводили через 34—36 ч после введения триггера под контролем УЗИ. Все фолликулы диаметром более 14 мм были пропунктированы.
Процесс оплодотворения яйцеклеток осуществляли in vitro путем классического ЭКО или ИКСИ в зависимости от качества спермы. Культивирование проводили до стадии бластоцисты, затем эмбрионы с хорошей морфологией замораживали методом витрификации на 5-й или 6-й день развития с предварительной биопсией трофэктодермы.
Исследование на эуплоидность эмбрионов выполняли методом сравнительной геномной гибридизации на микрочипах (aCGH).
Критерии оценки. Первичным результатом этого исследования были число извлеченных ооцитов и степень их зрелости. Вторичные показатели включали частоту оплодотворения, процент бластуляции и число эмбрионов на 5-й или 6-й день с наивысшим качеством (Top Quality Blastocysts — TQB), а также процент эуплоидных эмбрионов после исследования методом aCGH.
Статистический анализ. Данные, полученные в ходе исследования, были подвергнуты статистической обработке с использованием вариационной статистики и базы данных SPSS (statistical program for the social sciences — статистическая программа для социальных наук). При сравнении средних значений использовали критерий U Манна—Уитни. Качественные переменные описывали абсолютными (n) и относительными (%) значениями. Критерий χ2 использовали для сравнения частот и качественных переменных. Значение вероятности (p) менее 0,05 считали статистически значимым.
Результаты
Первоначально исследование содержало 216 программ стимуляции доноров ооцитов. После получения результатов 15 программ были исключены из исследования, так как при культивировании не было получено эмбрионов высокого качества для дальнейшего проведения ПГС. 108 доноров из оставшихся были отнесены к группе PPOS (основная группа) и 93 донора к группе с антГнРГ (контрольная группа).
Основные характеристики доноров ооцитов в исследовании представлены в табл. 1. Возраст доноров, индекс массы тела и продолжительность стимуляции были одинаковыми в обеих группах (p>0,05).
Таблица 1. Основные характеристики доноров ооцитов и продолжительность стимуляции овуляции
| Характеристика | Основная группа (PPOS), n=108 | Контрольная группа (антГнРГ), n=93 | p |
| Возраст, годы | 29,05±2,7 | 28,1±3,4 | 0,81 |
| ИМТ, кг/м2 | 22,5±3,5 | 22,07±2,9 | 0,84 |
| КАФ, абс. | 26,9±8,1 | 26,3±8,4 | 0,57 |
| АМГ, нг/мл | 4,5±2,2 | 4,13±2,05 | 0,119 |
| Продолжительность стимуляции, дни | 10±2 | 10±2 | 0,71 |
Примечание. Представленные значения — M±SD; АМГ — антимюллеров гормон; ИМТ — индекс массы тела; КАФ — количество антральных фолликулов.
Если обратиться к цифрам, указанным в табл. 2, то средняя стоимость одной программы стимуляции донора в 1-й группе составила 345 516 тенге/794 долларов США, а во 2-й группе — 464 902 тенге/1 068 долларов США. Нужно отметить, что расходы на стимуляцию в 1-й группе были ниже в связи с отсутствием применения в стимуляции антГнРГ, так как дозы гонадотропинов в обеих группах значительно не различались.
Таблица 2. Фармакоэкономика стимуляции доноров ооцитов в обследованных группах
| Расход препаратов на 1 программу ССО | Основная группа (PPOS), n=108 | Расчетная стоимость средней дозы в ТГ/доллары США | Контрольная группа (антГнРГ), n=93 | Расчетная стоимость средней дозы в ТГ/доллары США |
| Средняя доза рФСГ, МЕ/сут | 1446±396 | 231 360/532,43 | 1725±431 | 276 000/633,9 |
| Средняя доза чМГ, МЕ/сут | 834±254 | 111 172,2/255,3 | 937±192 | 124 902,1/286,9 |
| Среднее количество утрожестана (200 мг), штуки | 10,7±0,9 | 2984,23/6,85 | — | — |
| Среднее количество цетрореликса, амп | — | — | 4±2,1 | 64000/147,01 |
Примечание. Значения представлены в виде M±SD, рФСГ — рекомбинантный фолликулостимулирующий гормон, чМГ — человеческий менопаузальный гонадотропин, ТГ — тенге.
Ни у одной пациентки не было преждевременного выброса ЛГ ни в одной из групп. В обеих группах не было наблюдений синдрома гиперстимуляции яичников. Число зрелых ооцитов в обеих группах доноров не различалось (80 и 81% соответственно; p>0,05). Методы оплодотворения в исследуемых группах были идентичны, что представлено в табл. 3.
Таблица 3. Распределение пациенток обследуемых групп в зависимости от метода оплодотворения
| Метод оплодотворения | Основная группа (PPOS), n=108, абс | % | Контрольная группа (антГнРГ), n=93, абс | % | p |
| ИКСИ | 65 | 60,2 | 43 | 55,1 | 0,72 |
| ЭКО+ИКСИ | 43 | 39,8 | 35 | 44,9 | 0,81 |
Проведенное исследование показало, что в 81,1% в 1-й группе и в 82,04% во 2-й группе (p=0,73) произошло оплодотворение яйцеклеток. Частота бластуляции в обследуемых группах достоверно не различалась (51,4% в 1-й группе и 53,5% во 2-й группе; p=0,52). Число бластоцист наивысшего качества (top quality blastocyst — TQB) не различалось в обеих группах (68,8 и 66,4% соответственно; p>0,05), как указано в табл. 4.
Таблица 4. Результаты эмбриологического и клинического протоколов у пациенток обследуемых групп
| Показатель | Основная группа (PPOS), n=108 | Контрольная группа (антГнРГ), n=93 | p |
| Среднее число ооцитов на оплодотворение | 21,7±1,5 | 19,38±1,7 | 0,81 |
| Среднее число оплодотворенных ооцитов | 17,6±0,8 | 15,9±1,1 | 0,83 |
| % оплодотворения | 81,1 | 82,04 | 0,73 |
| Среднее число бластоцист | 9,3 ±1,7 | 7,6±1,5 | 0,42 |
| % бластуляции | 51,4 | 53,5 | 0,52 |
| TQB (%) | 6,4±2,1 (68,8) | 5,05±1,9 (66,4) | 0,81 |
Все эмбрионы хорошего качества были заморожены методом витрификации на 5—6-е сутки культивирования, с предварительной биопсией трофэктодермы для дальнейшего проведения предымплантационного генетического скрининга (ПГС).
В 1-й группе были исследованы 76 эмбрионов, из них эуплоидность подтвердилась у 39 бластоцист, что составило 51% против 37 анеуплоидных эмбрионов, составивших 49% (p>0,05). Во 2-й группе генетическому исследованию были подвергнуты 110 эмбрионов, 65 (59%) из которых были эуплоидными и 45 (41%) с различными хромосомными аномалиями (p>0,05).
Таким образом, в обеих обследованных группах доля эуплоидных эмбрионов статистически не отличалась от таковой анеуплоидных (51% против 59%; p>0,05).
Обсуждение
В проведенном нами исследовании было изучено влияние двух протоколов стимуляции овуляции на качество ооцитов, соответственно и эмбрионов, а также на долю эуплоидных эмбрионов. Результаты продемонстрировали, что с помощью PPOS можно получить такое же количество зрелых ооцитов, как и при использовании классического протокола с антагонистами ГнРГ. В обследуемой и в контрольной группах не было отмечено наблюдений СГЯ.
Частота оплодотворения и выход бластоцист в обеих группах достоверно не различались.
Наши данные согласуются с результатами двух недавно опубликованных ретроспективных исследований [10, 11], показавших отсутствие различий между протоколами стимуляции овуляции с микронизированным прогестероном и антагонистами ГнРГ по эмбриологическим исходам (частота оплодотворения, процент бластуляции и выход эмбрионов высокого качества). Нами не установлено отрицательного эффекта при использовании протокола стимуляции овуляции с микронизированным прогестероном на качество ооцитов.
Исходы беременности были схожи с другими протоколами стимуляции [12—15]. Предыдущие исследователи также отметили, что протоколы с прогестинами у пациенток, проходящих КОС в программе ЭКО, являются безопасной альтернативой протоколам с антагонистами ГнРГ для предотвращения всплеска ЛГ без неблагоприятного влияния на исход беременности [16—19] или ухудшение качества полученных эмбрионов. Отмеченные выше исследования в числе первых бросили вызов «страху» перед возможным негативным влиянием прогестерона на ооциты. При исследовании более 4000 живорождений было установлено, что PPOS не влияла на увеличение частоты неблагоприятных неонатальных исходов или врожденных пороков развития. При этом авторы исследований продолжают обсуждать проблему выбора оптимального гестагена и минимальной эффективной дозы [20—22].
По поводу экономической эффективности данные литературы разнятся. Так, группа китайских авторов отмечают большую стоимость протокола с прогестинами за счет повышенного потребления гонадотропинов [23], тогда как в других публикациях различий в расходах на программу в сравнении с антГнРГ не наблюдалось [24]. Наше исследование показало экономическую выгоду при использовании протокола с прогестинами, больше за счет отсутствия в схеме стимуляции антагонистов ГнРГ. Следует отметить, что аналогичные данные были получены и авторами, изучавшими применение прогестинпраймированной стимуляции яичников в сравнении с протоколом применения антГнРГ у пациенток с эндометриозом [26].
Заключение
Проведенное исследование показало, что PPOS в качестве протокола стимуляции яичников в сочетании с криоконсервацией эмбрионов является не менее эффективным методом, чем применение протокола с антагонистами ГнРГ в программах ЭКО. Протокол КОС с микронизированным прогестероном обеспечивает сопоставимые эмбриологические и клинические результаты. Не обнаружено неблагоприятного влияния применения данного протокола на показатели эуплоидности эмбрионов.
Применение микронизированного прогестерона имеет ряд преимуществ: пероральный прием, снижение количества инъекций, удобство в фолликулометрии, надежный контроль над уровнем ЛГ, снижение материальных затрат на стимуляцию. Предложенный протокол может быть адекватной альтернативой проведению стимуляции суперовуляции у доноров ооцитов в циклах ЭКО.
Участие авторов:
Концепция и дизайн исследования — В.Н. Локшин, А.Т. Абшекенова
Сбор и обработка материала — А.Т. Абшекенова, А.Н. Рыбина, Е. Аскар
Статистическая обработка — А.Т. Абшекенова, А.Н. Рыбина, Е. Аскар
Написание текста — А.Т. Абшекенова, А.Н. Рыбина, Е. Аскар
Редактирование — В.Н. Локшин, Ш.К. Карибаева, Р.К. Валиев
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Participation of authors:
Concept and design of the study — V.N. Lokshin, A.T. Abshekenova
Data collection and processing — A.T. Abshekenova, A.N. Rybina, E. Askar
Statistical processing of the data — A.T. Abshekenova, A.N. Rybina, E. Askar
Text writing — A.T. Abshekenova, A.N. Rybina, E. Askar
Editing — V.N. Lokshin, Sh.K. Karibaeva, R.K. Valiev
Authors declare lack of the conflicts of interests.
1 — от англ. prime — первоначальный, первичный; основной, главный.