Эффективность применения раствора модифицированного жидкого желатина и аутокрови для восполнения острой кровопотери

Авторы:
  • И. А. Рыжков
    ФГБНУ «Федеральный научно-клинический центр реаниматологии и реабилитологии», 107031, Москва, Россия
  • Ю. В. Заржецкий
    ФГБНУ «Федеральный научно-клинический центр реаниматологии и реабилитологии», 107031, Москва, Россия
  • И. В. Молчанов
    ФГБНУ «Федеральный научно-клинический центр реаниматологии и реабилитологии», 107031, Москва, Россия
Журнал: Анестезиология и реаниматология. 2018;(6): 75-81
Просмотрено: 939 Скачано: 55

Инфузионно-трансфузионная терапия — одно из главных направлений в лечении острой кровопотери наряду с быстрой остановкой кровотечения и коррекцией нарушений гемостаза [1, 2]. Компонентный состав и объем инфузии должны быть подобраны индивидуально в зависимости от тяжести кровопотери, этапа лечения (догоспитальный или госпитальный), лабораторных данных, сопутствующей патологии у пациента и других факторов. Тяжелая постгеморрагическая анемия и дефицит факторов свертывания восполняют с помощью трансфузии компонентов донорской крови (эритроцитной взвеси, свежезамороженной плазмы и тромбоцитов), что особенно актуально при геморрагическом шоке и синдроме диссеминированного внутрисосудистого свертывания [3].

Инфузия кристаллоидных и коллоидных растворов применяется, главным образом, для коррекции гиповолемии и поддержания адекватной перфузии тканей, что, в свою очередь, предупреждает гипоксическое повреждение клеток и развитие органной дисфункции. Коллоидные растворы за счет макромолекул, обладающих онкотическими свойствами, более эффективно восстанавливают внутрисосудистый объем и дольше удерживаются в сосудистом русле, чем кристаллоидные растворы, что способствует гемодинамической стабилизации. Однако в настоящее время считается, что реальный волемический эффект коллоидов меньше, чем считалось ранее [4].

Традиционные научные дискуссии о сравнительной эффективности коллоидов и кристаллоидов при травме, кровопотере и других критических состояниях дополнены широким обсуждением преимуществ и недостатков разных видов коллоидов [5, 6]. Раствор человеческого альбумина — наиболее физиологичный плазмозаменитель для восстановления объема циркулирующей крови (ОЦК) и онкотического давления плазмы. Однако ввиду дороговизны и ограниченной доступности альбумина в клинической практике для лечения гиповолемии широко используют современные синтетические коллоиды. Основными представителями данного класса препаратов являются растворы модифицированного жидкого желатина (МЖЖ) и гидроксиэтилированного крахмала (ГЭК). Декстраны в настоящее время используются редко из-за вызываемых ими тяжелых аллергических реакций, почечной недостаточности и повышенной кровоточивости [5]. К тому же в ряде клинических исследований показано увеличение летальности и риска развития почечных осложнений у пациентов в критических состояниях при использовании у них препаратов ГЭК [6, 7]. Данное обстоятельство послужило поводом для ограничения использования ГЭК у пациентов реанимационного профиля (в частности, при геморрагическом шоке) и, наоборот, поспособствовало более активному применению растворов МЖЖ. Поэтому, несмотря на то что МЖЖ характеризуется самой высокой частой развития аллергических реакций среди всех коллоидов (около 0,05—0,1%) и в целом не является идеальным плазмозаменителем [8], его можно относительно безопасно использовать в больших дозах для восстановления ОЦК при острой кровопотере [9].

Как показано в исследовании G. Tachon и соавт. [10], нарушения микроциркуляции у пациентов с травмой и геморрагическим шоком сохранялись даже через 72 ч после травмы, когда параметры системной гемодинамики уже восстановлены. При этом выраженность микроциркуляторных нарушений у пациентов коррелировала со степенью органной дисфункции (оценка по шкале SOFA, «Sequential Organ Failure Assessment»). Поэтому при лечении острой кровопотери и других критических состояний ориентироваться нужно не только на показатели системной гемодинамики, но и на состояние микроциркуляции, во многом определяющей тяжесть и прогноз заболевания [11]. В систематическом обзоре экспериментальных исследований, посвященных коррекции микроциркуляторных нарушений при геморрагическом шоке, показано, что коллоидные и гипертонические инфузионные среды лучше восстанавливают микроциркуляцию, чем изотонические кристаллоидные растворы [12]. Однако экспериментальных исследований, посвященных изучению влияния МЖЖ на состояние микроциркуляции при острой кровопотере, сравнительно мало [13, 14].

Цель исследования — сравнить влияние инфузии раствора МЖЖ и аутокрови на кислотно-основное состояние крови и микрогемоциркуляцию в коже крысы в экспериментальной модели острой кровопотери.

Материал и методы

Работа с животными проведена в соответствии с правилами, сформулированными в Директиве Европейского парламента и Совета Европейского Союза 2010/63/ЕС от 22.09.10 о защите животных, используемых для научных целей. Эксперименты проведены в ФГБНУ «Федеральный научно-клинический центр реаниматологии и реабилитологии» (Москва) в 2017 г. на 29 беспородных крысах-самцах массой 300—400 г под наркозом (пентобарбитал 45 мг на 1 кг массы тела внутрибрюшинно), в условиях спонтанного дыхания и температуры окружающей среды 20—22 °С. Анестезия поддерживалась повторными внутрибрюшинными инъекциями анестетика (пентобарбитал 10 мг/кг по необходимости). С целью инвазивного измерения среднего артериального давления (АДср), забора/реинфузии крови и введения плазмозаменителей катетеризировали хвостовую артерию. Катетер периодически промывали раствором нефракционированного гепарина (0,1 мл, 50 ЕД/мл).

Кровоток в коже крысы регистрировали методом лазерной допплеровской флоуметрии (ЛДФ). Суть метода ЛДФ состоит в зондировании тканей лазерным излучением и анализе излучения, отраженного от движущихся в тканях эритроцитов [15]. В результате компьютерной обработки отраженного сигнала формируется показатель микроциркуляции, соответствующий уровню перфузии исследуемого объема ткани (около 1 мм3) в единицу времени и измеряемый в относительных перфузионных единицах (пф. ед.).

При математическом анализе, основанном на преобразовании Фурье, можно выявить гармонические составляющие ЛДФ-граммы, отражающие колебания показателя микроциркуляции во времени. Для этих целей используется математический аппарат вейвлет-преобразование [16]. Такое спектральное разложение ЛДФ-граммы дает возможность определить амплитудно-частотные характеристики колебаний кровотока (флаксмоций) на микроциркуляторном уровне.

Продолжительность записи ЛДФ-граммы на каждом из этапов эксперимента составляла не менее 6 мин. При наличии артефактов выделяли фрагменты ЛДФ-граммы длительностью не менее 4 мин. При анализе каждой ЛДФ-граммы определяли следующие параметры: среднее арифметическое значение (М пф. ед.) показателя микроциркуляции (ПМ) за время регистрации ЛДФ; максимальную амплитуду колебаний кровотока (Аmax) и соответствующую ей частоту (Fmax) в частотном диапазоне 0,01—0,4 Гц. У крыс колебания кровотока в данном частотном диапазоне несут в себе информацию об активных факторах регуляции микрогемоциркуляции: эндотелиальном, нейрогенном и собственно миогенном механизмах регуляции просвета сосудов [17].

Крысу фиксировали на плоской платформе в положении на спине. Для регистрации ЛДФ световой зонд аппарата ЛАКК-02 (НПП ЛАЗМА, Россия) устанавливали над внутренней поверхностью правого уха с минимальным зазором, по возможности избегая попадания в область регистрации кровотока крупных сосудов.

Определяли газовый состав и кислотно-основное состояние (КОС) артериальной крови: водородный показатель (pH), напряжение углекислого газа в крови (pCO2), напряжение кислорода в крови (pO2), избыток или дефицит буферных оснований (BE), кислородное насыщение гемоглобина артериальной крови (SaO2), а также уровень глюкозы, гематокрит (Ht, %) и концентрацию гемоглобина (Hb, г/дл). Для этого использовали анализатор i-STAT («Abbott Point of Care Inc.», США) и картридж с реагентом i-STAT CG8+Cartridge. Объем пробы крови для проведения одного исследования составлял 0,2 мл.

Этапы эксперимента

I. Исходное состояние.

II. Кровопотеря (12 мин). Использовали модель острой фиксированной по объему кровопотери. Расчетный ОЦК для крысы — 6,5% от массы тела [18]. Целевой объем кровопотери: 30% от ОЦК. Кровь забирали шприцем, содержащим 0,5 мл р-ра гепарина 50 ЕД/мл, тремя равными порциями (по 10% от ОЦК) в течение 1 мин с интервалом в 5 мин.

III. Постгеморрагический этап (15 мин).

IV. Реинфузия (12 мин). На данном этапе животным контрольной группы («аутокровь») проводили реинфузию всей забранной крови тремя равными порциями (1-я, 6-я и 12-я минуты). Животным опытной группы (Гелофузин) производили инфузию 4% раствора МЖЖ Гелофузин («B. Brown Medical AG», Швейцария) в объеме, соответствующем объему забранной ранее крови, тремя равными порциями (1-я, 6-я и 12-я минуты).

V. Реперфузионный этап (15 мин).

Животных выводили из эксперимента внутрибрюшным введением летальной дозы пентобарбитала (150 мг на 1 кг массы тела).

Подсчет частоты дыхания, измерение АДср, регистрацию ЛДФ и забор проб артериальной крови для лабораторного анализа проводили в исходном состоянии, на постгеморрагическом и реперфузионном этапах.

Для количественной оценки тяжести гипоксии на разных этапах эксперимента использован коэффициент доставки кислорода (DtO2) к исследуемому участку ткани. Расчет его производили на основании общепринятого подхода к оценке системного транспорта кислорода [19], однако вместо сердечного выброса в формулу вводили величину М, значения которой пропорциональны перфузии исследуемого органа: DtO2 = М × 134 × Hb × SaO2 (пф.ед. × г/дл), где М — среднее значение ПМ за время регистрации ЛДФ, пф.ед.; Hb — концентрация гемоглобина в крови исследуемого животного, г/дл; SaO2 — кислородное насыщение гемоглобина артериальной крови, в долях единицы.

Статистическую обработку данных проводили в программе Statistica 7.0. Для оценки статистической значимости различий соответствующих показателей между группами использовали критерий U Вилкоксона—Манна—Уитни, изменений показателя внутри группы — парный критерий Вилкоксона. Различия считались статистически значимыми при уровне значимости р≤0,05. Анализируемые величины представлены в виде Me (Q25; Q75).

Результаты

До момента реинфузии животные не различались по схеме проведения эксперимента, поэтому для оценки динамики исследуемых показателей на более ранних этапах животные сведены в одну группу. Общая анестезия не вызывала патологических изменений АДср и частоты дыхания (табл. 1).

Таблица 1. Артериальное давление и параметры микрогемоциркуляции в коже при кровопотере и ее восполнении МЖЖ и аутокровью Таблица 2. Кислотно-основное состояние, газовый состав, уровни глюкозы, гематокрита и гемоглобина в артериальной крови при кровопотере и ее восполнении МЖЖ и аутокровью Примечание. Данные представлены в виде Me (Q25; Q75). МЖЖ — модифицированный жидкий желатин; М — среднее значение показателя микроциркуляции, пф.ед.; ЧД — частота дыхания, количество дыхательных движений/мин; Аmax — максимальная амплитуда флаксмоций в диапазоне 0,01—0,4 Гц, пф. ед.; Fmax — частота флаксмоций, соответствующая Аmax, Гц; АДср — среднее артериальное давление, мм рт.ст.; DtO2 — коэффициент доставки кислорода к исследуемому участку ткани, пф. ед. × г/дл. p1 — исходное состояние по сравнению с постгеморрагическим этапом; p2 — исходное состояние по сравнению с реперфузионным этапом (группа «Гелофузин»); p3 — исходное состояние по сравнению с реперфузионным этапом (группа «аутокровь»); p4 — постгеморрагический этап по сравнению с реперфузионным этапом (группа «Гелофузин»); p5 — постгеморрагический этап по сравнению с реперфузионным этапом (группа «аутокровь»); p6 — группа «Гелофузин» по сравнению с группой «аутокровь». Примечание. Данные представлены в виде Me (Q25; Q75). МЖЖ — модифицированный жидкий желатин; pCO2 — напряжение углекислого газа в артериальной крови, мм рт.ст.; pO2 — напряжение кислорода в артериальной крови, мм рт.ст.; BE — избыток/дефицит оснований в артериальной крови, ммоль/л; SаO2 — кислородное насыщение гемоглобина артериальной крови, %; Glu — концентрация глюкозы в артериальной крови, ммоль/л; Ht — гематокрит артериальной крови, %; Hb — концентрация гемоглобина в артериальной крови, г/дл. p1 — исходное состояние по сравнению с постгеморрагическим этапом; p2 — исходное состояние по сравнению с реперфузионным этапом (группа «Гелофузин»); p3 — исходное состояние по сравнению с реперфузионным этапом (группа «аутокровь»); p4 — постгеморрагический этап по сравнению с реперфузионным этапом (группа «Гелофузин»); p5 — постгеморрагический этап по сравнению с реперфузионным этапом (группа «аутокровь»); p6 — группа «Гелофузин» по сравнению с группой «аутокровь».

Однако для КОС артериальной крови в исходном состоянии отмечен умеренный респираторный ацидоз (гиперкапния), компенсированный повышением ВЕ, в результате чего рН оставался в пределах нормальных значений (табл. 2).

После острой кровопотери в объеме 30% ОЦК на постгеморрагическом этапе у животных наблюдалось резкое снижение АДср и кровотока в коже уха, а также снижение DtO2 более чем в 2,5 раза. ЛДФ-грамма на данном этапе характеризовалась появлением медленных высокоамплитудных колебаний кровотока. Вейвлет-анализ при этом показывал снижение Fmax и синхронизацию колебаний кровотока в достаточно узком частотном диапазоне 0,06 (0,05; 0,07) Гц наряду с резким увеличением Аmax (см. табл. 1). На постгеморрагическом этапе отмечено снижение показателей Hb, Ht и умеренное повышение концентрации глюкозы. КОС и газовый состав артериальной крови характеризовались снижением рН, рСО2 и ВЕ с развитием компенсированного или субкомпенсированного метаболического ацидоза, но улучшением оксигенации в виде повышения рО2, SaO2 (см. табл. 2).

Восполнение ОЦК выпущенной кровью (группа «аутокровь») на реперфузионном этапе привело к увеличению АДср, кожного кровотока и DtO2 до исходного уровня (см. табл. 1). При этом значения Hb и Ht остались ниже исходных величин, но увеличились по сравнению с постгеморрагическим этапом (см. табл. 2). Введение аутокрови привело к существенному увеличению рСО2 (с превышением исходных значений) и ВЕ (вернулся к исходному уровню). Значения рН не отличались от исходных величин. Одновременно произошло снижение рО2, SaO2 и глюкозы до исходного уровня (см. табл. 2).

У животных группы «Гелофузин», также как и у крыс группы «аутокровь», на реперфузионном этапе наблюдалось увеличение кожного кровотока до исходного уровня. Несмотря на прогрессирование гемодилюции (дальнейшее снижение Ht и Hb) после инфузии препарата Гелофузин, АДср и DtO2 значительно увеличились по сравнению с постгеморрагическим этапом, но, в отличие от группы «аутокровь», эти показатели не достигли своих исходных значений (см. табл. 1). В группе «Гелофузин» по сравнению с постгеморрагическим этапом отмечалось одновременное увеличение рСО2 и В.Е. Однако, если рСО2 на реперфузионном этапе не отличалось от исходного состояния, то рН и ВЕ оставались ниже своих исходных значений. Также после инфузии препарата Гелофузин рО2 и SaO2 снизились до исходных значений, а концентрация глюкозы стала даже ниже, чем в исходном состоянии (см. табл. 2).

Частота дыхания на протяжении эксперимента существенно не изменялась и не различалась между группами на реперфузионном этапе. Вейвлет-анализ колебаний кожного кровотока (флаксмоций) на реперфузионном этапе показал, что у животных обеих групп Аmax снизилась относительно постгеморрагического этапа и не различалась между группами. Однако у животных группы «Гелофузин» этот показатель оставался незначительно выше исходного уровня. Значения Fmax не изменились по сравнению с исходным состоянием и не различались между группами, главным образом, за счет увеличения «частотного разброса» (межквартильного интервала) в обеих группах (см. табл. 1).

Таким образом, межгрупповые различия на реперфузионном этапе заключались в том, что показатели АДср, DtO2, гемоглобина, гематокрита, ВЕ и концентрации глюкозы в крови были ниже в группе «Гелофузин», чем в группе «аутокровь» (см. табл. 1, 2).

Обсуждение

В данной экспериментальной работе исследованы изменения КОС крови и кожной микроциркуляции при острой кровопотере с последующей инфузией аутокрови или раствора МЖЖ. Выбранная нами модель острой фиксированной по объему кровопотери позволяет оценить динамику патологических и компенсаторных процессов в постгеморрагическом периоде, а также после введения различных инфузионных сред. Большинство исследователей используют модели с объемом кровопотери 40% ОЦК и выше, поскольку такая кровопотеря приводит к развитию тяжелого геморрагического шока с уровнем летальности, превышающим 30% [12, 20]. В настоящем исследовании эксперимент носил острый характер, и задача оценки летальности не ставилась. При этом тяжесть кровопотери определялась не только ее объемом, но и скоростью забора крови (30% ОЦК за 12 мин), о чем свидетельствуют выраженная артериальная гипотензия и снижение кожного кровотока более чем в 2 раза на постгеморрагическом этапе.

Наблюдавшиеся в исходном состоянии гиперкапния и компенсированный респираторный ацидоз, по всей вероятности, связаны с угнетающим действием пентобарбиталового наркоза на дыхательный центр, что в условиях самостоятельного дыхания животных приводило к гиповентиляции. С другой стороны, рН артериальной крови оставалось в пределах нормальных значений за счет повышения ВЕ, что в свою очередь можно объяснить щелочной реакцией применявшегося раствора пентобарбитала (рН около 9,5), а также компенсаторным перераспределением бикарбоната из эритроцитов в плазму за счет HCO3—Clантипорта.

Острая кровопотеря и сопровождающая ее циркуляторная гипоксия способствовали развитию метаболического ацидоза (о чем свидетельствует снижение как рН, так и ВЕ), а также включению компенсаторных реакций в виде снижения рСО2 и повышения уровня глюкозы в крови. При этом факт сохранения на постгеморрагическом этапе частоты дыхательных движений на исходном уровне (см. табл. 1) позволил прийти к заключению о том, что снижение рСО2 и повышение рО2 и SaO2, по-видимому, обусловлены увеличением дыхательного объема, раскрытием ранее не вентилируемых альвеол и улучшением вентиляционно-перфузионного соотношения в легких.

На постгеморрагическом этапе еще до реинфузии крови и раствора МЖЖ происходило значительное снижение показателей Hb и Ht, что говорит о быстром развитии аутогемодилюции в данной модели острой кровопотери. Аутогемодилюция — компенсаторная реакция организма в виде мобилизации внеклеточной жидкости из интерстициального пространства в сосудистое русло. Хотя традиционно считается, что полноценное восполнение утраченного объема плазмы за счет перераспределения водных секторов организма требует достаточно длительного времени (1—2 сут) [21], ряд авторов [22, 23] отмечают важную роль аутогемодилюции в комплексе компенсаторных реакций уже на первых минутах кровопотери.

Снижение артериального давления, локального кровотока в коже уха и коэффициента доставки кислорода на уровне микроциркуляции сопровождалось резким увеличением амплитуды флаксмоций, их замедлением и синхронизацией в узком частотном диапазоне. Согласно современным представлениям, активизация флаксмоций при острой кровопотере имеет адаптивное значение и направлена на поддержание перфузии и оксигенации тканей в условиях их ишемии и гипоксии, а также способствует активизации транскапиллярного обмена [24]. Как показали экспериментальные исследования, важная роль в изменении паттерна флаксмоций в этих условиях отводится нейрогенным факторам регуляции микроциркуляции [25, 26].

На реперфузионном этапе у животных обеих групп происходили однонаправленные сдвиги в КОС, газовом составе крови и гликемии: до исходного уровня снизились показатели оксигенации крови; увеличились рСО2 (с превышением исходных значений в группе «аутокровь») и ВЕ с минимальным изменением рН; умеренно снизилась концентрация глюкозы (в большей степени в группе «Гелофузин»). Однако, несмотря на то, что у животных группы «Гелофузин» показатели рН и ВЕ не вернулись к своим исходным значениям, перечисленные выше лабораторные показатели сопоставимы между группами. Выявленные межгрупповые различия в значительной степени объясняются разным биохимическим составом инфузионных сред: аутокровь содержит анестетик и буферные основания, а раствор МЖЖ вызывает снижение концентрации этих веществ за счет гемодилюции.

Вместе с тем у животных обеих групп произошло восстановление кожного кровотока до исходного уровня, несмотря на более низкие величины АДср, Ht и Hb у животных группы «Гелофузин». Согласно закону Пуазейля, поддержание кровотока на одном уровне при снижении перфузионного давления осуществляется за счет уменьшения сосудистого сопротивления, что происходит не только за счет вазодилатации (основной физиологический механизм), но и за счет изменения реологических свойств крови (уменьшение вязкости крови). В контексте данной работы, реологические свойства крови изменились, возможно, за счет снижения гематокрита и уменьшения агрегации эритроцитов после инфузии коллоидного плазмозаменителя [27]. По данным литературы [28], в экспериментах с нормоволемической гемодилюцией показано, что поток эритроцитов в микроциркуляторном русле оставался постоянным даже при достижении гемодилюции в 50% от ОЦК, а так называемый капиллярный Ht (в отличие от системного Ht) начинал снижаться только при достижении гемодилюции в 25% от ОЦК. Эти обстоятельства можно рассматривать как локальные компенсаторные механизмы поддержания перфузии и оксигенации тканей в условиях гемодилюции.

Более того на реперфузионном этапе группы не различались между собой по амплитудно-частотным характеристикам флаксмоций (Аmax и Fmax), а их возврат к исходным значениям (за исключением Аmax в группе «Гелофузина», которая незначительно превышала исходный уровень) может указывать на снижение напряженности активных механизмов регуляции микроциркуляции в обеих группах.

Как уже говорилось выше, в данном исследовании применяли острый эксперимент без оценки отсроченного влияния кровопотери и инфузионной терапии на выживаемость и показатели гомеостаза организма. Поэтому экстраполировать результаты данной работы на клиническую практику следует с осторожностью.

Заключение

Восполнение острой кровопотери в объеме 30% от объема циркулирующей крови эквивалентным объемом 4% раствора модифицированного жидкого желатина, несмотря на развитие гемодилюции и неполное восстановление артериального давления, сопровождается сопоставимыми с реинфузией аутокрови изменениями кислотно-основного состояния и газового состава артериальной крови. При этом инфузия как аутокрови, так и раствора модифицированного жидкого желатина характеризуется восстановлением перфузии кожи и отсутствием межгрупповых различий по амплитудно-частотным характеристикам флаксмоций.

Финансирование. Авторы заявляют об отсутствии спонсорской поддержки.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Для корреспонденции: Рыжков Иван Александрович, научный сотрудник Научно-исследовательского института общей реаниматологии имени В.А. Неговского ФГБНУ «Федеральный научно-клинический центр реаниматологии и реабилитологии», 107031, Москва.
E-mail: riamed21@gmail.com

Список литературы:

  1. Мороз В.В., Остапченко Д.А., Мещеряков Г.Н., Радаев С.М. Острая кровопотеря. Взгляд на проблему. Анестезиология и реаниматология. 2002;6:4-9.
  2. Dutton RP. Current concepts in hemorrhagic shock. Anesthesiology Clinics of North America. 2007;25(1):23-34.
  3. Заболотских И.Б., Синьков С.В., Лебединский К.М., Буланов А.Ю. Периоперационное ведение больных с нарушениями системы гемостаза. Вестник интенсивной терапии. 2015;(1):65-77.
  4. Orbegozo Cortés D, Gamarano Barros T, Njimi H, Vincent JL. Crystalloids versus colloids: exploring differences in fluid requirements by systematic review and metaregression. Anesthesia and Analgesia. 2015;120(2):389-402.
  5. Boldt J. Fluid choice for resuscitation of the trauma patient: a review of the physiological, pharmacological, and clinical evidence. Canadian Journal of Anesthesiology. 2004;51(5):500-513.
  6. Perel P, Roberts I, Ker K. Colloids versus crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients. The Cochrane Database of Systematic Reviews. 2013;(2):CD000567.
  7. Annane D, Siami S, Jaber S, Martin C, Elatrous S, Declère AD, Preiser JC, Outin H, Troché G, Charpentier C, Trouillet JL, Kimmoun A, Forceville X, Darmon M, Lesur O, Reignier J, Abroug F, Berger P, Clec’h C, Cousson J, Thibault L, Chevret S; CRISTAL Investigators. Effects of fluid resuscitation with colloids vs crystalloids on mortality in critically ill patients presenting with hypovolemic shock: the CRISTAL randomized trial. JAMA. 2013;310(17):1809-1817. https://doi.org/10.1001/jama.2013.280502
  8. Moeller C, Fleischmann C, Thomas-Rueddel D, Vlasakov V, Rochwerg B, Theurer P, Gattinoni L, Reinhart K, Hartog CS. How safe is gelatin? A systematic review and meta-analysis of gelatin-containing plasma expanders vs crystalloids and albumin. Journal of Critical Care. 2016;35:75-83.
  9. Исраелян Л.А., Лубнин А.Ю. Эффективность и безопасность применения 6% гидроксиэтилированного крахмала 130/0,4 и 4% модифицированного жидкого желатина у нейрохирургических больных в условиях массивной интраоперационной кровопотери. Анестезиология и реаниматология. 2009;5:42-47.
  10. Tachon G, Harrois A, Tanaka S, Kato H, Huet O, Pottecher J, Vicaut E, Duranteau J. Microcirculatory alterations in traumatic hemorrhagic shock. Critical Care Medicine. 2014;42(6):1433-1441. https://doi.org/10.1097/CCM.0000000000000223
  11. Donati A, Domizi R, Damiani E, Adrario E, Pelaia P, Ince C. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013;2013:892710. https://doi.org/10.1155/2013/892710
  12. Naumann DN, Beaven A, Dretzke J, Hutchings S, Midwinter MJ. Searching For the Optimal Fluid to Restore Microcirculatory Flow Dynamics after Haemorrhagic Shock: A Systematic Review of Preclinical Studies. Shock. 2016;46(6):609-622.
  13. Maier S, Holz-Hölzl C, Pajk W, Ulmer H, Hengl C, Dünser M, Haas T, Velik-Salchner C, Fries D, Greiner A, Hasibeder W, Knotzer H. Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock. The Journal of Trauma. 2009;66(2):337-345.
  14. Ziebart A, Möllmann C, Garcia-Bardon A, Kamuf J, Schäfer M, Thomas R, Hartmann EK. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 2018;26(1):15.
  15. Крупаткин А.И. Колебания кровотока — новый диагностический язык в исследовании микроциркуляции. Регионарное кровообращение и микроциркуляция. 2014;1(49):83-99.
  16. Stefanovska A, Bracic M, Kvernmo HD. Wavelet analysis of oscillations in the peripheral blood circulation measured by laser Doppler technique. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 1999;46(10):1230-1239.
  17. Li Z, Tam EW, Kwan MP, Mak AF, Lo SC, Leung MC. Effects of prolonged surface pressure on the skin blood flowmotions in anaesthetized rats — an assessment by spectral analysis of laser Doppler flowmetry signals. Physics in Medicine & Biology. 2006;51(10):2681-2694.
  18. Каркищенко Н.Н., Грачев С.В. Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях. М.: Профиль-2С; 2010.
  19. Марино П.Л. Интенсивная терапия. Пер. с англ. языка. Под общей ред. Зильбера А.П. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2010.
  20. Fülöp A, Turóczi Z, Garbaisz D, Harsányi L, Szijártó A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 2013;50(2):57-70.
  21. Новицкий В.В., Гольдберг Е.Д., Уразова О.И. (ред.) Патофизиология: учебник. В 2 т. 4-е изд. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2009.
  22. Зильбер А.П. Кровопотеря и гемотрансфузия. Принципы и методы бескровной хирургии. Петрозаводск: Издательство Петрозаводского государственного университета; 1999.
  23. Кожура В.Л., Новодержкина И.С., Кирсанова А.К. Острая массивная кровопотеря: механизмы компенсации и повреждения. Анестезиология и реаниматология. 2002;6:9-13.
  24. Aalkjae C, Boedtkjer D, Matchkov V. Vasomotion — what is currently thought? Acta Physiologica. 2011;202(3):253-269.
  25. Schmidt JA, Borgström P, Intaglietta M. Neurogenic modulation of periodic hemodynamics in rabbit skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 1993;75(3):1216-1221.
  26. Рыжков И.А., Заржецкий Ю.В., Новодержкина И.С. Сравнительные аспекты регуляции кожной и мозговой микроциркуляции при острой кровопотере. Общая реаниматология. 2017;13(6):18-27.
  27. Герасимов Л.В., Мороз В.В., Исакова А.А. Микрореологические нарушения при критических состояниях. Общая реаниматология. 2010;6(1):74-78.
  28. Mirhashemi S, Messmer K, Arfors KE, Intaglietta M. Microcirculatory effects of normovolemic hemodilution in skeletal muscle. International Journal of Microcirculation: Clinical and Experimental. 1987;6(4):359-369.