Известно, что к дистрофиям роговицы относят двусторонние генетически детерминированные заболевания невоспалительной природы. Эндотелиальная дистрофия Фукса (ДФ), входящая в группу этих патологических состояний, характеризуется высокой клинической и генетической гетерогенностью [1—3]. Результаты масштабных исследований свидетельствуют, что ДФ является одним из ведущих показаний к проведению трансплантации роговицы. Так, на долю ДФ приходится 39% от 184,576 кератопластик, выполненных в 116 странах в 2012 г. [4].

Морфофункциональные особенности роговицы

Эндотелий представляет собой монослой высокодифференцированных клеток гексагональной формы нейрального происхождения. Физиологическая потеря эндотелиальных клеток в центральной зоне равна 0,6% ежегодно, и к 60-летнему возрасту их плотность составляет 2600 клеток/мм² [5]. В условиях in vivo эндотелий находится в нерепликативном состоянии, что, по-видимому, обусловлено контактным торможением и действием биологических эндогенных веществ, циркулирующих во влаге передней камеры глаза. Десцеметова мембрана (ДМ) является базальной мембраной эндотелиальных клеток и состоит из коллагена IV, VIII типов, фибронектина, ламинина и протеогликанов. Выделяют полосатую зону, формирующуюся до рождения и прилегающую к строме, и неполосатый слой, синтезируемый эндотелиальными клетками в течение жизни [6]. Строма роговицы представлена волокнами коллагена I, III, IV типов, сформированными в пластины (ламели) и окруженными гликопротеинами и кератоцитами веретеновидной формы. Протеогликановый матрикс характеризуется высокой степенью набухания, что при определенных условиях может приводить к возникновению отека роговицы [5].

В связи с этим основная задача эндотелиального слоя — сохранение прозрачности роговицы путем поддержания протеогликанового матрикса стромы в относительно дегидратированном состоянии. Это обеспечивается барьерной и насосной функциями эндотелия. Так, плотные и щелевидные межклеточные контакты эндотелия формируют эффективный барьер между стромой роговицы и влагой передней камеры. По данным световой микроскопии отмечена неоднородность межклеточных контактов: щелевидные пространства шириной 30 мкм сужаются по направлению к передней камере до 3 мкм, с плотным прилеганием клеточных стенок друг к другу в их апикальной трети [7].

Динамическое равновесие между притоком жидкости в строму и ее оттоком в переднюю камеру определяется осмотическим давлением, создаваемым трансмембранным переносом веществ. Аквапорины — многоцепочечные белковые структуры — формируют каналы в плазматических мембранах, служащие для транспорта молекул воды по осмотическому градиенту из стромы в цитоплазму эндотелиальных клеток, а затем — в переднюю камеру. Ионные каналы базолатеральных мембран, контролируемые Na⁺/K⁺-АТФазой, обеспечивают активный обмен двух внеклеточных ионов K⁺ на 3 цитоплазматических иона Na⁺, создавая дефицит последних внутри эндотелиальной клетки [8]. В результате происходит активация натрий-зависимого переноса веществ с использованием Na⁺/H⁺-обменника (Na⁺/H⁺-exchanger-1) и 1Na⁺:2HCO₃⁻-котранспортера (1Na⁺:2HCO₃⁻-cotransporter), расположенных на базолатеральных мембранах эндотелиальных клеток. Их действие заключается в переносе HCO₃^– в эндотелиальную клетку и обратном токе H⁺ в экстрацеллюлярное пространство с использованием электрохимического градиента Na⁺. Кроме того, на базолатеральных мембранах расположены Na⁺:K⁺:2Cl^–-котранспортер (Na⁺:K⁺:2Cl^–-cotransporter) и Cl^–/HCO₃^–-обменник (Cl^–/HCO₃^–-exchanger), принимающие участие в создании осмотического давления вторично-активным транспортом веществ [9]. Sodium borate co-transporter (SLC4A11) относят к многофункциональным белкам-переносчикам, обеспечивающим в том числе натрий-зависимый транспорт OH^–, а также проникновение воды и NH₄⁺ через базолатеральные мембраны эндотелиальных клеток из стромы [10]. Апикальные мембраны эндотелиальных клеток содержат контролируемые Ca₂⁺-каналы, через которые осуществляется транспорт Cl^– и HCO₃^– во влагу передней камеры. В том же направлении, при участии монокарбоксилатных транспортеров 1-го и 4-го подтипов, через эндотелиальный слой из стромы происходит трансмембранный перенос лактата [11].

Патогенез эндотелиальной дистрофии Фукса

При ДФ под влиянием различных факторов часть эндотелиальных клеток приобретает фенотип фибробластов и начинает синтезировать каплевидные образования (гутты). Эти коллагеновые структуры сливаются с ДМ, что приводит к формированию ее дополнительных слоев: задней полосатой зоны, фибриллярного заднего коллагенового слоя, фиброклеточного заднего коллагенового слоя [12]. Как правило, на начальной стадии заболевания у пациентов сохраняется высокая острота зрения. Увеличение числа гутт (от центра к периферии) сопровождается гибелью эндотелиальных клеток и частичным восполнением образовавшихся дефектов благодаря «распластыванию» оставшихся функционирующих клеток. На ранней стадии заболевания происходит компенсаторное увеличение плотности ионных каналов и белков-переносчиков. Однако по мере разрушения межклеточных контактов и истончения эндотелиального слоя их количество на базолатеральных и апикальных клеточных стенках уменьшается, что приводит к эндотелиальной дисфункции [13]. В связи с этим внутриглазная жидкость из передней камеры проникает между волокнами стромы, нарушает их ориентацию с формированием лакун. Увеличение степени выраженности отека роговицы сопровождается буллезными изменениями эпителиального слоя. Пациенты отмечают снижение остроты зрения и появление болевого синдрома. Однако постепенное разрушение нервных волокон приводит к снижению чувствительности роговицы.

Прогрессирование патологического процесса характеризуется ростом плотной соединительной ткани в субэпителиальном пространстве и строме и, как следствие, уменьшением количества булл и умеренным неоангиогенезом. У пациентов практически отсутствует болевой синдром, однако возникает стойкое снижение остроты зрения, обусловленное необратимыми помутнениями роговицы [14].

Молекулярно-генетические основы эндотелиальной дистрофии Фукса

ДФ относится к мультигенным заболеваниям, обусловленным вовлечением различных локусов и имеющим популяционную вариабельность. Обнаружение мутаций при ДФ зависит от таких факторов, как корректность клинического диагноза, этнический состав пациентов, а также от возможностей методов молекулярно-генетического анализа [2].

В настоящее время основными источниками данных о генах, обусловливающих развитие мультифакторных заболеваний (в том числе ДФ), считают исследование сцепления (genetic linkage study — GLS) и полногеномный анализ ассоциаций (genome-wide association studies — GWAS). При исследовании сцеплений используют панели однонуклеотидных полиморфизмов (single nucleotide polymorphism — SNP) или коротких тандемных повторов (short tandem repeat — STR), расположенных в определенных локусах.

Эндотелиальная дистрофия Фукса раннего начала

ДФ раннего начала встречается с одинаковой частотой у мужчин и женщин и наследуется по аутосомно-доминантному типу. Фенотипически данное заболевание проявляется гуттами небольшого размера и округлой формы, проецирующимися на центральные зоны эндотелиальных клеток, а также выраженным утолщением ДМ (до 30 мкм). Первые клинические признаки у пациентов появляются в возрасте 21—48 лет, а к 30—40 годам, как правило, заболевание достигает развитой стадии. Полногеномный анализ, проведенный у членов одной семьи (3 поколения), относящихся к этническому европейскому населению Северо-Восточной Англии, выявил сцепление ДФ с геном COL8A2, расположенным в локусе 1p34.3-p32 [15]. Он кодирует α2-цепь коллагена VIII типа, экспрессируемого эндотелиальными клетками. В результате проведенных исследований были обнаружены мутации, отсутствующие в контрольных выборках: R304Q, R434H, R155Q, L450W и Q455K [16—19]. B. Iliff и соавторы предложили считать эндотелиальную дистрофию, обусловленную мутациями в гене COL8A2, отдельным заболеванием [2].

Генетические маркеры эндотелиальной дистрофии Фукса позднего начала

При ДФ позднего начала (у людей старше 40 лет, преимущественно женщин) визуализируются крупные остроконечные гутты, которые на ранних стадиях заболевания располагаются по краю эндотелиальных клеток. ДМ толщиной до 22 мкм отличает наличие заднего «полосатого» слоя [12]. По результатам многочисленных исследований сцепления и полногеномных анализов ассоциаций выделяют 8 основных генетических вариантов эндотелиальной ДФ позднего начала, характеризующихся разной степенью экспрессивности и пенетрантности.

Редкие семейные генетические формы эндотелиальной дистрофии Фукса

O. Sundin и соавторы описали семейный случай (4-го поколения представителей европеоидного американского населения) наследования ДФ по аутосомно-доминантному типу с высокой пенетрантностью. Фенотип у 12 членов семьи соответствовал ДФ позднего начала. При полногеномном анализе сцепления (399 STR) был выявлен новый генетический локус, расположенный в хромосомном регионе 13q12.11-q12.13. В этом интервале находятся 44 известных и предполагаемых гена, однако при секвенировании экзонов 10 кандидатных генов мутаций выявлено не было. В связи с этим локус был обозначен как FCD1 [20]. Интересно, что фенотипические проявления ДФ позднего начала были отмечены в том числе у детей 10 и 13 лет. В связи с этим было предложено расценивать подобные случаи, подтвержденные наличием гомозиготных, компаунд-гетерозиготных мутаций, или независимыми мутантными аллелями, как дистрофию Фукса раннего начала [2].

Следующим этапом изучения генетических основ ДФ был полногеномный анализ сцепления заболевания у представителей трех расширенных семей. Клиническая картина ДФ была отмечена у 27 женщин и 19 мужчин в возрасте от 32 до 97 лет. Всем членам провели генотипирование 1107 STR и выявили достоверное сцепление заболевания с маркером D18S1129 (локус 18q21.2-q21.32, FCD2). Гетерогенность генотипов позволяет предположить наличие независимых мутаций в этом хромосомном регионе, представленном 28 генами. Сегрегационный анализ, выполненный у членов всех трех семей, не выявил однозначной связи ДФ этого типа с минорной аллелью (rs613872) гена TCF4 [21]. Однако при секвенировании нового поколения (с определением 134 генов) в одной из этих семей была обнаружена мутация c.1639C>T в гене LOXHD1.

Известно, что ген LOXHD1 расположен в локусе 18q21.2-q21.32 и кодирует белок, содержащий гомолог домена липоксигеназы-1. Данный полипептид состоит из 15 доменов и экспрессируется механочувствительными волосковыми клетками внутреннего уха. Гомо- и гетерозиготные мутации гена LOXHD1 приводят к развитию нейросенсорной тугоухости. Были обнаружены 14 спорадических мутаций, из которых только c.1639C>T была идентифицирована в 2 случаях выборки. Проведенные исследования на культуре эндотелиальных и эпителиальных клеток роговицы человека подтвердили экспрессию в них маркерного гена. Кроме того, уровень LOXHD1 в эндотелиальных клетках роговицы, удаленной при кератопластике у пациента с c.1639C>T мутацией, был значимо выше, чем в случае ДФ, не обусловленной дефектом гена LOXHD1 [22].

S. Rao и соавторы провели секвенирование гена LOXHD1 у 52 неродственных пациентов этнической индийской популяции с ДФ. Ими была выявлена гетерозиготная миссенс-мутация с неизвестным клиническим значением c.6413G>A [23].

S. Riazuddin и соавторы выполнили генотипирование у 17 членов расширенной семьи (3 поколения представителей этнического населения Северной Европы). У 10 человек с фенотипом ДФ было выявлено сцепление этого заболевания с хромосомным регионом 5q33.1-5q35.2. Этот локус получил название FCD3. Он включает в себя 97 генов, секвенирование которых позволит оценить вклад этих мутаций в развитие ДФ [24]. При полногеномном анализе представителей большой семьи (4 поколения, 13 случаев ДФ) было обнаружено сцепление заболевания с хромосомным регионом 9p22.1-р24.1. Новый генетический локус был картирован между маркерами D91681 и D9S1684 и назван FCD4 [25].

Ген ZEB1

Ген ZEB1 (TCF8) располагается в локусе 10p11 и кодирует транскрипционный фактор 8 с доменами типа «цинковые пальцы». Этот белок подавляет экспрессию генов-маркеров эпителиального фенотипа и усиливает экспрессию мезенхимных генов. В результате снижается уровень белков, обеспечивающих формирование плотных межклеточных контактов и повышается уровень фибронектина и коллагена [26].

S. Riazuddin и соавторы выполнили секвенирование гена ZEB1 у 192 неродственных пациентов с дистрофией Фукса, относящихся к этническому населению Северной Европы. Они обнаружили четыре мутантные аллели: N78T, Q810P, A905G, P649A. Кроме того, был выявлен семейный случай наследования мутации Q840P. У 5 представителей этой семьи (4 поколения) с клинической картиной дистрофии Фукса патологических аллелей гена ZEB1 установлено не было. Полногеномный анализ всех членов этой семьи показал мутантные аллели в локусе 9p22.1-р24.1 (FCD4), а также было выявлено, что в ряде случаев изменения в хромосомном регионе 9p22.1-р24.1 сочетались с мутантными аллелями ZEB1 (Q840P). Интересно, что выраженность фенотипических проявлений мутаций зависела от их количества в гаплотипе. Так, сочетание p.Q840P варианта в гене ZEB1 и изменений в локусе 9p22.1-р24.1 у 3 пациентов обусловило выраженное помутнение роговицы и необходимость проведения кератопластики на обоих глазах [25]. Однако изучение влияния этих миссенс-мутаций гена ZEB1 на кодируемый белок не выявило снижения его продукции, а также нарушения локализации в ядре эндотелиальной клетки. В связи с этим роль ZEB1 в патогенезе ДФ остается неизвестной [27].

R. Gupta и соавторы подтвердили наличие мутации p.Q840P в гене ZEB1 у пациентов с ДФ, относящихся к этнической индийской популяции. При секвенировании данного гена у пациентов были идентифицированы мутации: E733K, A818V, L947stop, S234S, а также SNP: rs77516068, rs149166539, rs7918614, rs220060, rs161233 [28] (табл. 1).

Таблица 1. Мутации в гене ZEB1 (TCF8)

Ген TCF4

Известно, что ген TCF4 (transcription factor 4) кодирует белок Е2-2, относящийся к семейству транскрипционных факторов со структурой домена типа «спираль—петля—спираль». Этот полипептид экспрессируется эндотелиальными клетками роговицы и подавляет синтез Е-кадгерина, нарушая полярность клеток и межклеточные контакты. Кроме того, Е2-2 регулирует процесс эпителиально-мезенхимального перехода, стимулируя синтез ZEB1 [29, 30].

K. Baratz и соавторы провели полногеномный анализ ассоциаций (338,727 SNPs) у 130 неродственных пациентов с ДФ, старше 60 лет, относящихся к этнической европейской популяции. Достоверная корреляция заболевания была идентифицирована с минорным вариантом SNP rs613872, в третьем интроне гена TCF4 (локус 18q21.2) [31]. Эта спорадическая мутация была впоследствии неоднократно обнаружена у пациентов этнической европейской популяции с ДФ [32–34]. Помимо этого выявленное достоверное сцепление фенотипа с rs613872 у 165 членов 64 семей свидетельствует о наследственной форме заболевания [35]. Секвенирование гена TCF4 у пациентов с ДФ, относящихся к индийской популяции и этническому европеоидному населению Австралии, также подтвердило ключевую роль однонуклеотидного полиморфизма rs613872 в развитии данной патологии роговицы [28, 36]. Еще была подтверждена ассоциация однонуклеотидных полиморфизмов rs17595731 rs9954153 и rs2286812 с ДФ.

Согласно данным Human Genome Diversity Project, минорная аллель rs613872 практически не встречается в геноме этнических популяций Африки, Восточной Азии, Центральной и Южной Америки, что может быть причиной низкого уровня распространенности ДФ на этих территориях. Вместе с тем возможно, что для этих когорт пациентов характерны другие генетические маркеры ДФ [35]. Так, например, у представителей этнической китайской популяции минорная аллель, сцепленная с ДФ, содержит однонуклеотидные полиморфизмы rs17089925 и rs170898887 [37].

В 1997 г. T. Breschel и соавторы предположили наличие экспансии тринуклеотидных повторов (cytosine-thymine-guanine, CTG) в гене TCF4 у 3% этнической европейской популяции [38].

В 2012 г. E. Wieben и соавторы определили, что экспансия CTG-повторов (больше 50) в третьем интроне гена TCF4 служит значимым маркером ДФ у пациентов, относящихся к этнической европейской популяции [39]. Эти данные были подтверждены рядом авторов, а также было установлено, что риск развития ДФ многократно увеличивался при наличии хотя бы одной аллели CTG18.1 [40–42].

В Российской Федерации было проведено несколько исследований сцепления мутаций гена TCF4 с ДФ. В качестве маркеров были выбраны тринуклеотидные повторы CTG18.1, а также однонуклеотидные полиморфизмы rs613872. Полученные данные распространения мутантных аллелей TCF4 были сопоставимы с результатами исследований этнического населения Европы [43, 44].

Ген SLC4A11

Ген SLC4A11 располагается в хромосомном регионе 20p13 и кодирует трансмембранный белок-переносчик. При серийном анализе экспрессии генов эндотелиальными клетками пациентов с клинической картиной ДФ было выявлено снижение уровня SLC4A11 [45, 46]. В 2008 г. E. Vithana и соавторы провели секвенирование данного гена у 89 пациентов с ДФ из Сингапура и Гонконга. У представителей этнических индийской и китайской популяций были обнаружены спорадические гетерозиготные мутации: c.1195G>A и c.2126G>A, c.2261C>T, c.99-100delTC соответственно. Дальнейшие исследования молекул белка, синтезированных на основе этих мутантных вариантов гена SLC4A11, выявили значительное снижение экспрессии полипептида, уменьшение его молекулярной массы и нарушение его функции [47]. S. Riazuddin и соавторы выполнили секвенирование SLC4A11 у 192 пациентов с ДФ, относящихся к этническому населению Северной Европы. В результате проведенного исследования были обнаружены спорадические гетерозиготные мутации: c.501G>C, c.845G>C, c.1577A>G, c.1723G>A, c.1748G>A, c.2500G>A. На основании анализа семьи (3 поколения) с ДФ, вызванной гетерозиготной мутацией c.2224G>A, был подтвержден аутосомно-доминантный тип наследования патологии. Миссенс-мутации c.501G>C, c.845G>C, c.1748G>A, c.2224G>A гена SLC4A11 приводят к синтезу пробелка, деградация которого происходит практически сразу в эндоплазматическом ретикулуме. В то же время мутации c.1577A>G, c.1723G>A, c.2500G>A нарушают локализацию белка на базолатеральной мембране эндотелиальной клетки [48].

N. Soumittra и соавторы подтвердили наличие c.1195G>A мутации гена SLC4A11, вызывающей развитие ДФ у пациентов, относящихся к этнической индийской популяции Южной Азии. Авторами был проведен анализ молекул белка, синтезированных на основе обнаруженных миссенс-мутаций (c.719G>C, c.1304C>T, c.1519G>A). В результате было установлено, что c.719G>C и c.1304C>T мутации приводят к неправильному сворачиванию полипептидных цепей, а следовательно к нарушению функционирования белка-транспортера. Несмотря на то что c.1519G>A не вызывает нарушения белковой структуры, активность полипептида значительно снижена [49] (табл. 2).

Таблица 2. Мутации в гене SLC4A11

Ген AGBL1

Ген AGBL1 находится в хромосомном регионе 15q25.3 и экспрессируется в эндотелиальных клетках роговицы. Он кодирует цитозольную карбоксипептидазу, основной функцией которой является гидролиз пептидов, имеющих на С-конце глутаминовую кислоту. S. Riazuddin и соавторы провели молекулярно-генетический анализ состояния 16 членов семьи (3 поколения, этническая европейская популяция) с клинической картиной ДФ. В результате проведенного исследования авторы обнаружили гетерозиготную нонсенс-мутацию c.3082C>T в гене AGBL1, отсутствующую в контрольной выборке. При секвенировании этого гена у неродственных пациентов с ДФ была подтверждена замена c.3082C>T (2 случая), а также выявлена гетерозиготная миссенс-мутация c.2969G>C (3 случая). Анализ молекул белка AGBL1, синтезированных на основе обнаруженных мутаций, показал, что мутация c.3082C>T способствует накоплению карбоксипептидазы в ядре эндотелиальной клетки, в то время как c.2969G>C снижает ее экспрессию в цитоплазме. Кроме того, отмечено, что оба мутантных варианта AGBL1 уменьшают его сродство к TCF4, тем самым нарушая их внутриклеточное взаимодействие [50].

Гены ATP1B1, LAMC1, KANK4

Полногеномный анализ ассоциаций, проведенный N. Afshari и соавторами в 2017 г., выявил новые гены, мутации в которых являются причиной ДФ в этнической европейской популяции. Основная группа была представлена 1404 пациентами с фенотипом ДФ, контрольную группу составили 1879 человек. В результате были идентифицированы локусы на 1 хромосоме, содержащие SNP генов ATP1B1 (rs1200114), LAMC1 (rs3768617), KANK4 (rs79742895). Известно, что ген ATP1B1 кодирует β-цепь Na⁺/K⁺-АТФазы, а его мутации приводят к снижению плотности ионных каналов, на базолатеральных мембранах эндотелиальных клеток. Ген LAMC1 кодирует белок ламинин γ, повышенная экспрессия которого, вероятно, приводит к утолщению ДМ. Роль гена KANK4 в развитии ДФ не установлена [51].

Заключение

История развития представлений об эндотелиальной ДФ насчитывает более 100 лет. В 1910 г. E. Fuchs, описывая клиническую картину отека роговицы, отмечал: «...в основе патологического процесса лежат изменения в эпителии. В связи с этим я обозначил это заболевание как «эпителиальная дистрофия». Это название может быть заменено на лучшее, как только будет определена истинная природа болезни... Этиология заболевания неизвестна, как и неизвестно эффективное его лечение» [1]. В последующие годы было выявлено, что в основе развития патологического процесса лежит прогрессирование эндотелиальной дисфункции роговицы. Были описаны семейные и спорадические случаи заболевания у представителей различных этнических популяций. Использование таких высокочувствительных методов генетического анализа, как исследования сцепления и анализ полногеномных ассоциаций, позволило определить широкий спектр мутаций генов, ответственных за развитие ДФ.

Однако в настоящее время связь между молекулярно-генетическими изменениями и патогенезом заболевания остается не до конца изученной. Необходимы дальнейшие исследования для выявления роли каждого мутантного гена в развитии эндотелиальной ДФ. Полученные результаты позволят оценить истинную частоту встречаемости ДФ в мире, создать классификацию с учетом сочетания структурно-функциональных изменений роговицы и молекулярно-генетических нарушений, определить тактику лечения пациентов и разработать новые способы лекарственной терапии.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.