В отчетах о заболеваемости стран Евросоюза и Европейской экономической зоны (European Union/European Economic Area — EU/EEA) показано, что в ряде развитых стран Европы заболеваемость сифилисом стала расти с 2000-х годов, причем наиболее быстро среди МСМ [4, 5] (рис. 4.).

Рис. 4. Количество подтвержденных случаев сифилиса в зависимости от пола, сексуальной ориентации пациентов и года наблюдения, страны EU/EEA, отчеты за 2010–2016 гг. [5].

По данным Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ), в 2016 г. зарегистрировано 19,9 млн случаев сифилиса среди подростков и взрослых в возрасте от 15 до 49 лет и 6,3 млн новых случаев [6]. Наиболее высокой превалентность инфекции была в регионе Западной части Тихого океана (93,0 случая на 100 000 взрослого населения), следующим был Африканский регион (46,6 случая на 100 000 взрослой популяции) и регион Америки (34,1 случая на 100 000 взрослого населения) [7].

Отмечено, что контроль над распространением сифилиса постепенно усложняется в результате облегчения поиска сексуальных партнеров через Интернет и мобильные приложения для знакомств [8].

Несмотря на борьбу ВОЗ с распространением сифилиса, эпидемические вспышки данного заболевания продолжают регистрировать во всем мире. При этом в странах с высоким и средним доходом населения отмечен рост нейросифилиса, в частности нейроофтальмологических осложнений [9]. В странах с низкими доходами населения, где распространенность сифилиса остается высокой, сифилис является второй ведущей причиной мертворождений после малярии [10].

Представленные данные показывают, что сифилис продолжает оставаться актуальной инфекцией как в России, так и за рубежом.

Выбор метода лабораторной диагностики сифилиса зависит от стадии заболевания и клинической картины [11]. У пациентов с ранними манифестными формами сифилиса (первичный, вторичный), а также с ранним врожденным сифилисом предпочтительными являются прямые методы диагностики, позволяющие обнаружить самого возбудителя, его антигенный или генетический материал. Прямые методы включают темнопольную микроскопию (ТПМ), ПИФ (прямую иммунофлюоресценцию), иммуногистохимию, FISH-гибридизацию и полимеразную цепную реакцию (ПЦР).

Начало использования ТПМ для диагностики сифилиса относится к 1909 г. [12] (рис. 5). Метод дает возможность быстро поставить диагноз сифилиса во время визита к врачу. Однако для исследования необходим свежий образец (время взятия до исследования не более 20 мин), полученный с поверхности сифилидов больных первичным, вторичным, врожденным сифилисом. Микроскопист, проводящий исследование, должен обладать высокой квалификацией для идентификации в образце T. pallidum, так как оценка во многом субъективна, что допускает получение ложноотрицательного результата более чем в 30% случаев. Одним из существенных ограничений метода является невозможность его применения для исследования оральных или ректальных образцов из-за вероятности обнаружения трепонем-комменсалов. Следует заметить, что метод ТПМ, до сих пор актуальный и высокоспецифичный, используется достаточно редко [13]. Его чувствительность не превышает 50%, поэтому отрицательный результат ТПМ не исключает сифилиса [14].

Рис. 5. Метод темнопольной микроскопии для обнаружения T. Pallidum.

При проведении исследования на сифилис методом ПИФ микроорганизмы, окрашенные меченными флуоресцеином видоспецифическими антителами к T. pallidum, легче обнаружить, и их вряд ли можно спутать с трепонемами-комменсалами, что ассоциируется с более высокой чувствительностью и специфичностью теста по сравнению с ТПМ [15, 16] (рис. 6).

Рис. 6. Прямая иммунофлюоресценция. Положительный тест на T. Pallidum [17].

Однако для чтения результатов теста требуются флюоресцентный микроскоп и конъюгат флуоресцеина, который не выпускают и не продают в большинстве стран, в том числе в РФ, что делает его применение невозможным [14, 17]. Для рутинной диагностики метод не рекомендован, так же как и окраска образцов трудоемким методом серебрения [18].

Метод иммуногистохимии, применяемый для диагностики сифилиса, связан с применением поликлональных антител к T. pallidum для идентификации T. pallidum в образцах кожи, слизистых оболочек и тканей [19, 20].

M. Buffet и соавт. (2007) обнаруживали спирохет в эпидермисе (рис. 7) и дерме (рис. 8) больных с документально подтвержденным вторичным сифилисом с использованием авидин-биотин-пероксидазного комплекса после воздействия на биоптаты кожи больных, вырезанные из парафиновых блоков, поликлональными антителами к T. pallidum. Результаты оценивали при просмотре препаратов под микроскопом при увеличении в 40 и 100 раз. T. pallidum выявляли преимущественно в эпидермисе и в поверхностных и средних слоях дермы. Умеренное и значительное количество спирохет определялось в базальном слое эпидермиса (см. рис. 7, б, в).

Рис 7. T. pallidum в эпидермисе больных вторичным сифилисом. Метод иммуногистохимии (по M. Buffet и соавт., 2007).

Рис. 8. T. pallidum в дерме больных вторичным сифилисом. Метод иммуногистохимии (по M. Buffet и соавт., 2007).

В дерме (см. рис. 8) T. pallidum выявляли в периваскулярном пространстве (a), просвете сосуда (b), луковице волоса (c), мышце, поднимающей волос (d).

В работе A. Cruz и соавт. [21], показано, что иммуногистохимическое окрашивание специфического поражения кожи больного вторичным сифилисом с использованием антител к T. pallidum выявляет обильное количество спирохет, встроенных в смешанный клеточный воспалительный инфильтрат в сосочковом слое дермы (рис. 9).

Рис. 9. T. pallidum в сосочковом слое дермы больных вторичным сифилисом. Метод имимуногистохимии (по A. Cruz и соавт., 2012).

Метод иммуногистохимии в настоящее время включен в Европейское руководство по ведению больных сифилисом [18], но не рекомендован для рутинной диагностики.

Исследование T. pallidum методом гибридизации в тканях (fluorescence in situ hybridization — FISH) описано в работе A. Petrich и соавт. [22]. При выполнении исследования авторы использовали конкретные виды FISH-зондов T. pallidum. Мишенью являлась 16S rRNA T. pallidum. Метод смоделирован in silico² и апробирован путем применения T. Pallidum-инфицированных тканей яичка кролика и панели несифилитических спирохет в качестве положительного и отрицательного контролей соответственно. Метод FISH показал наличие T. pallidum в ткани паховых лимфатических узлов у ВИЧ-положительного пациента, у больного с фимозом в препуциальной ткани, который не подозревал, что страдает сифилисом, и получил хирургическое лечение по поводу фимоза. В двух случаях метод FISH помог дифференцировать T. pallidum от трепонем-комменсалов на слизистой оболочке полости рта и миндалин. Авторы считают, что данный метод доступен для идентификации T. pallidum в различных клинических образцах, а также при проведении научных исследований, в том числе на лабораторных животных. Вместе с тем для рутинной диагностики сифилиса этот метод не рекомендован [18].

Оба вышеперечисленных метода (иммуногистохимия и флюоресцентная in situ гибридизация) имеют свои достоинства и недостатки. К числу достоинств можно отнести возможность анализа повреждений кожи, слизистых оболочек или тканей, в том числе плаценты и пуповины, с использованием коммерчески доступных реагентов с применением трепонемных антител. Образцы могут быть сохранены или отправлены для верификации. Методы могут оказаться полезными при диагностике необычных форм сифилиса, если выполняется биопсия тканей.

К недостаткам методов можно отнести субъективизм оценки результата, необходимость в специальном оборудовании, реактивах, сложных способах верификации, проведении трудоемкой экспертизы; к тому же отрицательный результат обоих тестов не исключает сифилиса [23].

Одним из востребованных в настоящее время прямых методов диагностики инфекций, преимущественно передаваемых половым путем (ИППП), в том числе сифилиса, является ПЦР.

В работах зарубежных авторов второго десятилетия XXI века указывалось, что ПЦР-тестирование T. pallidum является развивающейся технологией и доступно лишь некоторым лабораториям, а коммерчески доступных и международно одобренных тестов пока нет [24, 25]. Вместе с тем результаты систематических обзоров и метаанализов показывают, что ПЦР-тест на T. pallidum является более эффективным для подтверждения диагноза, чем, например, ТПМ, и может быть использован даже для обнаружения ДНК T. pallidum в спинномозговой жидкости больных сифилисом, особенно среди лиц, инфицированных ВИЧ [26, 27].

Российские исследователи ориентированы на использование ПЦР-тест-систем, разрешенных к применению на территории РФ. Разработанные в РФ ПЦР-диагностикумы зарегистрированы еще в начале 2000-х годов. В работах создавших и апробировавших их авторов, в частности, указано, что ПЦР является более чувствительным прямым тестом для верификации диагноза первичного и вторичного сифилиса, чем ТПМ, и может быть использована в клинической практике [28, 29].

Гены-мишени, используемые для детекции T. pallidum молекулярными методами, включают polA, tpp47, bmp, ген 16S рРНК, tmpC и tmpA [29–34]. Для исследований на сифилис используют «рутинную» ПЦР, ОТ-ПЦР (или RT-PCR), гнездную (или вложенную) ПЦР, ПЦР в реальном времени, мультиплексную ПЦР [31, 35–37].

Поскольку данные о применении ПЦР для диагностики сифилиса до сих пор являются противоречивыми, позволим себе привести ряд работ, отражающих различные аспекты использования этого метода.

Рутинная ПЦР. В ряде исследований показано, что чувствительность рутинной ПЦР является наиболее высокой при первичном сифилисе, а в дальнейшем падает. Так, M. Shields и соавт. [38] показали, что чувствительность рутинной ПЦР при первичном сифилисе варьировала от 84,6 до 89,1%, а специфичность — от 93,1 до 100%, при вторичной стадии заболевания чувствительность снижалась до 50%. В другом исследовании [39] показатели чувствительности и специфичности рутинной ПЦР при вторичном сифилисе были выше и составили соответственно 81,1 и 100%.

ПЦР с обратной транскриптазой³. A. Centurion-Lara и соавт. [30] разработали специфичную и высокочувствительную ПЦР с обратной транскриптазой (ОТ-ПЦР, или RT-PCR), где мишенью являлась область 366 п.н. рРНК 16S T. pallidum. Эта ПЦР могла обнаруживать один организм с помощью анализа по Саузерну и от 10 (–2) до 10 (–3) организмов T. pallidum, когда эквиваленты РНК использовали для получения кДНК. Продемонстрировано, что тест выявляет 10 (–2) эквивалентов РНК T. pallidum в спинномозговой жидкости. RT-PCR различает живые и мертвые T. pallidum путем определения степени деградации РНК после гибели клетки. Эти исследования проведены несколько десятилетий назад, и в последнее время не опубликовано никаких работ по оценке RT-PCR.

Гнездовая, или вложенная, ПЦР. Метод гнездовой, или вложенной, ПЦР⁴ (nPCR) использован при исследовании образцов, полученных из сифилидов больных первичным и вторичным сифилисом; результат показал чувствительность 82% и специфичность 95%. В образцах мононуклеарных клеток периферической крови, плазмы, сыворотки и фракций цельной крови тех же пациентов чувствительность вложенной ПЦР составила соответственно 29, 18, 14,7 и 24% при специфичности 96, 92, 93 и 97% [42]. В работе Cuini Wang и соавт. [43] в образцах цельной крови больных первичным, вторичным и скрытым сифилисом анализ методом вложенной ПЦР обнаружил ДНК T. pallidum у 53,6 и 62,9% пациентов соответственно с первичным и вторичным сифилисом, что было намного больше, чем уровни обнаружения ДНК T. pallidum у пациентов со скрытым сифилисом (7,4%). Другое исследование [44] показало, что положительный результат nPCR получен в 42% случаев в цереброспинальной жидкости, тогда как положительный уровень VDRL в цереброспинальной жидкости составил всего 30%. Эти данные свидетельствуют о том, что nPCR имеет потенциальную ценность для диагностики нейросифилиса. Точно также чувствительность nPCR (целевой ген — tpp47) была очень высокой в цельной крови новорожденных с врожденным сифилисом [44]. Таким образом, nPCR может считаться чувствительным методом выявления сифилиса при тестировании крови и оказаться полезной для диагностики нейросифилиса и врожденного сифилиса.

ПЦР в реальном времени (Real-time-PCR) известна своей способностью определять количество патогенов по стандартной кривой, однако результат реакции зависит, прежде всего, от типа образца. Так, в работах P. Cornut и соавт. [45], G. Dubourg и соавт. [46] показано, что при исследовании образцов, полученных неинвазивным способом (водянистая влага глаз, моча), чувствительность Real-time-PCR являлась низкой и не превышала 16%, в то время как при исследовании образцов, полученных из сифилидов больных первичным и вторичным сифилисом, достигала 93,1–100%, не превышая в крови 34,1%, а в цереброспинальной жидкости 58% [47–49].

Мультиплексная ПЦР в реальном времени вызывает особый интерес, потому что может одновременно обнаруживать несколько патогенов и оценивать их количество, что особенно важно при выявлении коинфекций.

Одно из пионерских исследований по созданию мультиплексной ПЦР проведено в 1996 г. [50]. Мультиплексный ПЦР-анализ (M-PCR) с колориметрической детекцией разработан для одновременной амплификации ДНК-мишеней Haemophilus ducreyi, Treponema pallidum и вируса простого герпеса (HSV) типов 1 и 2. Были проанализированы результаты тестирования 298 образцов мазков из генитальных язв, собранных в Новом Орлеане с 1992 по 1994 г. Чувствительность М-ПЦР при обнаружении HSV⁵, H. ducreyi⁶> и T. pallidum составила соответственно 100, 98,4 и 91%, в то время как традиционные методы детекции (культуры HSV, H. ducreyi и ТПМ T. pallidum) показали чувствительность соответственно 71,8, 74,2 и 81%. Эти результаты продемонстрировали, что M-PCR оказалась более чувствительной, чем стандартные диагностические тесты для обнаружения HSV, H. ducreyi и T. pallidum в язвах на половых органах.

L. Scott и соавт. [37] использовали мультиплексную ПЦР в реальном времени, выявляющую HSV1, HSV2 и T. pallidum. Апробация теста показала, что он является чувствительным, специфичным и надежным и позволяет выявлять ДНК HSV1, HSV2 и T. pallidum. ПЦР оказалась более чувствительной, чем ТПМ и серологические методы для диагностики первичного сифилиса, позволила сократить сроки верификации диагноза при генитальных язвах и выявить неожиданные «находки» случаев сифилиса, когда предполагаемым этиологическим агентом считали ВПГ⁷.

Обнадеживающие результаты использования мультиплексной ПЦР для одновременной идентификации 7 возбудителей ИППП (Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae, Mycoplasma genitalium, Trichomonas vaginalis, HSV1, HSV2 и T. pallidum) получены F. Gimenes и соавт. [51] при исследовании образцов спермы. Общие параметры результативности ПЦР оказались чрезвычайно высокими, включая чувствительность (100%), специфичность (99,70%), положительные (96,40%) и отрицательные (100%) прогностические значения и точность (99,80%). Инфицированность спермы возбудителями ИППП оказалась очень высокой (55,3%). Кроме того, наблюдали ассоциации между наличием возбудителей ИППП и изменениями параметров спермы. Авторы считают, что данная методика имеет большой потенциал для применения в программах скрининга спермы на патогены в клиниках бесплодия и венерических заболеваний, а также в банках спермы.

L. Zhou и соавт. [52] разработали метод мультиплексной ПЦР в режиме реального времени с использованием TaqMan-заблокированной нуклеиновой кислоты (locked nucleic acid, LNA) для одновременной идентификации 5 возбудителей ИППП и при гемотрансфузиях (T. pallidum, вирус гепатита C — HCV, вирус иммунодефицита человека 1 — HIV1 и вирус гепатита B — HBV) для их идентификации в образцах сыворотки крови. При разработке мультиплексного анализа в реальном времени использована комбинация оптимизированных пар праймеров и зондов для обнаружения каждого целевого патогена. Клинические изоляты возбудителей были помещены в свободную от патогенов сыворотку крови здоровых доноров для имитации коинфекции. Наличие коинфекции (сифилис, гепатиты B и C и ВИЧ-инфекция) в образцах сыворотки крови подтверждено ИФА и молекулярными методами. Анализ применен к 328 образцам и сравнен с результатами, получаемыми с помощью тестирования методами ИФА (ELISA) и коммерческими методами амплификации нуклеиновых кислот. суммарная чувствительность при выявлении ДНК возбудителей в образцах сыворотки крови составила 85,06%, для T. pallidum — 100%. Исходя из полученных результатов, авторы сделали вывод о том, что высокая чувствительность анализа дает большой потенциал для его использования в качестве высоконадежного, экономичного и полезного инструмента молекулярной диагностики для крупномасштабного скрининга клинических образцов крови на ИППП.

В работе A. Gama и соавт. [53] ДНК T. pallidum ssp. pallidum определяли в 17 залитых парафином биоптатах кожи больных сифилисом, положительных по результатам определения T. pallidum методом иммуногистохимии. Исследования проводили с использованием рутинной ПЦР и количественной ПЦР (qПЦР) в реальном времени с зондом TaqMan для идентификации гена polA T. pallidum (qПЦР). С помощью рутинной ПЦР получено 64,7% положительных результатов, в то время как qПЦР дала 100% положительный результат. Методика позволила обнаружить минимальное количество спирохет, равное двум. Авторы сделали вывод, что количественная ПЦР является быстрым и точным методом диагностики сифилиса в образцах тканей.

P. Grange и соавт. [54] апробировали коммерческий мультиплексный диагностикум Allplex Genital Ulcer в формате ПЦР в реальном времени (CFX96 Real-Time PCR System, «Bio-Rad»), предназначенный для выявления T. pallidum, HSV1 и HSV2 и ДНК серовара L Chlamydia trachomatis (венерическая лимфогранулема; LGV) в язвенных элементах гениталий, анальной области, ротовой полости и кожи лиц с подозрением на сифилис. Исследован биологический материал, полученный из язвенных элементов 374 пациентов с первичным и вторичным сифилисом Центров ИППП Франции с октября 2010 г. по декабрь 2016 г. Чувствительность теста при выявлении T. pallidum составила 80%, специфичность — 98,8%, прогностическая ценность положительного результата — 98,8%, отрицательного результата — 80,2%. На основании полученных данных сделан вывод о том, что апробированный мультиплексный ПЦР-анализ подходит для обнаружения T. pallidum в клинической практике и способствует одновременному быстрому обнаружению широкого спектра патогенов.

Таким образом, обобщая данные об использовании ПЦР для диагностики сифилиса, можно заключить, что метод обладает высокой специфичностью при исследовании разных видов образцов и высокой чувствительностью при исследовании образцов, полученных из высыпных элементов больных первичным, вторичным сифилисом, локализованных на коже и слизистых оболочках; наиболее адекватным биоматериалом для исследования является отделяемое генитальных язв. Результаты систематических обзоров и метаанализов показывают, что ПЦР-тест на T. pallidum является более эффективным для подтверждения диагноза, чем ТПМ, и может быть использован даже для обнаружения ДНК T. pallidum в спинномозговой жидкости больных сифилисом, особенно среди лиц, инфицированных ВИЧ [26, 27]. Образцы могут храниться и замораживаться.

Вместе с тем ПЦР, так же как и любой другой лабораторный метод исследования, имеет свои недостатки: при постановке ПЦР возможен отрицательный результат вследствие ингибиции ПЦР или ложноположительный результат из-за контаминации образцов; отрицательный результат теста не исключает сифилиса; для постановки теста требуются специализированное оборудование, помещение (лаборатория) и опыт исследователей [55–57].

Результаты приведенных исследований и аналитические материалы [32, 33] позволяют заключить, что к числу приоритетов использования ПЦР при сифилисе в настоящий момент можно отнести:

— исследование генитальных язв при раннем сифилисе, особенно при «отрицательной» серологии;

— исследование высыпаний при их локализации на слизистой оболочке полости рта и в других местах, где возможна контаминация трепонемами-комменсалами и существует необходимость применения высокоспецифичных исследований;

— изучение тканей пациентов с сифилисом (при аутопсии, для исключения висцерального сифилиса).

В отношении исследования крови методом ПЦР данные до сих пор неоднозначны, и если одни исследователи приводят сведения о низком проценте позитивных результатов в крови больных сифилисом [42], то другие, напротив, показывают высокую чувствительность технологий [58], что, очевидно, определяется стадией или формой сифилиса, различием примененных методологических подходов, целевых генов, эффективности экстракции ДНК, величины бактериальной нагрузки и т.д.

Вместе с тем, несмотря на полученные многими авторами неоднозначные результаты, методологии ПЦР при сифилисе имеют перспективу развития и требуют дальнейших исследований. По мнению китайских ученых [59], относительно низкая чувствительность ПЦР при вторичном и скрытом сифилисе, а также при исследовании крови может быть вызвана следующими причинами: а) T. pallidum быстро распространяется из крови в ткани и органы человека, чтобы уклониться от иммунного ответа; б) большинство патогенов уничтожается антителами, при этом количество возбудителя в крови уменьшается; в) оптимальный целевой ген для обнаружения T. pallidum методом ПЦР до сих пор не идентифицирован; г) ДНК, выделенная из крови или сыворотки, может быть «скомпрометирована» из-за сложности состава компонентов крови, при этом к ингибированию ПЦР T. pallidum приводят ионы железа. Однако, как показывают некоторые исследования [52, 58], ПЦР может давать высокие показатели чувствительности даже при исследовании крови больных сифилисом и применяться для скрининга, что определяется протоколом исследования. Поэтому вместо того, чтобы отказываться от ПЦР как диагностического инструмента при сифилисе, авторы предлагают дальнейшее развитие и продвижение его использования.

Участие авторов:

Концепция и дизайн: Н.Н. Потекаев, Н.В. Фриго

Написание текста: Н.В. Фриго, Г.А. Дмитриев, А.Е. Гущин, Е.С. Негашева

Редактирование: О.В. Доля, Н.В. Китаева, С.Г. Марданлы.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Authors’ contributions:

The concept and design of the study: N.N. Potekaev, N.V. Frigo

Drafting the manuscript: N.V. Frigo, G.A. Dmitriev, A.E. Gushchin, E.S. Negasheva

Revising the manuscript: O.V. Dolya, N.V. Kitaeva, S.G. Mardanli

The authors declare no conflict of interest.

¹Centers for Disease Control and Prevention, центры по контролю и профилактике заболеваний США — Федеральное агентство Министерства здравоохранения США, созданное в 1946 г. и расположенное в Druid Hills (штат Джорджия).

²In silico — термин, обозначающий компьютерное моделирование эксперимента.

³ОТ-ПЦР (англ. RT-PCR, Reverse Transcriptase PCR). ОТ-ПЦР представляет собой метод амплификации специфического фрагмента рибонуклеиновой кислоты (РНК). Одноцепочечную молекулу РНК превращают в реакции обратной транскрипции в комплементарную ДНК (cDNA) и далее амплифицируют уже одноцепочечную молекулу ДНК, используя традиционную ПЦР [40].

⁴Вложенная ПЦР (англ. nested PCR — вложенная ПЦР) — двустадийная вариация ПЦР, используемая для снижения количества неспецифичных продуктов реакций. На первой стадии амплифицируется участок, включающий в себя целевой фрагмент ДНК и фланкирующие его последовательности, к которым отжигается первая пара праймеров. На второй стадии добавляются праймеры, комплементарные концам целевого фрагмента. Так как продукт первого этапа содержит в себе целевой фрагмент (конечный продукт внутри продукта первой стадии), данная вариация ПЦР называется вложенной [41].

⁵HSV 1,2 — Human papillomavirus — вирус простого герпеса типов 1, 2.

⁶Haemophilus ducreyi (лат.), H. ducreyi — вид грамотрицательных бактерий рода гемофил (Haemophilus), вызывающий венерическое заболевание — мягкий шанкр, широко распространенное в странах Карибского бассейна, Африки и Азии, где он является возбудителем от 23 до 56% язв в области половых органов. Есть также спорадические вспышки в Соединенных Штатах и Канаде. По оценкам ВОЗ, распространенность этого заболевания составляет 6–7 млн случаев ежегодно во всем мире. Диагностика вызывает затруднения.

⁷ВПГ — вирус простого герпеса.

Литература/References

1. Giacani L & Lukehart SA. The endemic treponematoses. Clin Microbiol Rev. 2014;27:89-115.

2. Ресурсы и деятельность медицинских организаций дерматовенерологического профиля. Заболеваемость инфекциями, передаваемыми половым путем, заразными кожными болезнями и заболеваниями кожи за 2018–2019 годы. Статистические материалы. М. 2020.

Resursy i deyatel’nost’ medicinskih organizacij dermatovenerologicheskogo profilya. Zabolevaemost’ infekciyami, peredavaemymi polovym putem, zaraznymi kozhnymi boleznyami i zabolevaniyami kozhi za 2018–2019 gody Statisticheskie materialy. M. 2020. (In Russ.).

3. CDC.Sexually Transmitted Diseases. Syphilis Statistics. Most Recent Date.

https://www.cdc.gov/std/syphilis/stats.htm

4. European Centre for Disease Prevention and Control (2012) Sexually Transmitted Infections in Europe 1990–2010. Stockholm: European Centre for Disease Prevention and Control.

5. European Centre for Disease Prevention and Control (2018) Syphilis. In: ECDC. Annual epidemiological report for 2016. Stockholm: European Centre for Disease Prevention and Control.

6. Rowley J, Vander Hoorn S, Korenromp E, et al. Chlamydia, gonorrhoea, trichomoniasis and syphilis: global prevalence and incidence estimates, 2016. Bull World Health Organ. 2019;97:548.

7. World Health Organization. Report on globally sexually transmitted infection surveillance, 2015. UpToDate; accessed on May 16, 2018.

https://apps.who.int/iris/bitstream/handle/10665/249553/9789241565301-eng.pdf;jsessionid=25DA348EE7CDFC387C271F7767AFD756?sequence=1a

8. Spiteri G, Unemo M, Mårdh O and Amato-Gauci AJ. The resurgence of syphilis in high-income countries in the 2000s: a focus on Europe. Epidemiology and Infection. 2019;147:e143, 1-8.

https://doi.org/10.1017/S0950268819000281

9. Golden MR, Marra CM, Holmes KK. Update on syphilis. JAMA. 2003; 290:1510.

10. Lawn JE, et al. Stillbirths: rates, risk factors, and acceleration towards 2030. Lancet. 2016;387:587-603.

11. Sparling PF. In Sexually Transmitted Diseases 3^rd edn. Eds. Holmes K.K., Sparling P.F., Mardh P.A. McGraw-Hill Medical; 1999;473-478.

12. Coles AC. Spirochaeta pallida: methods of examination and detection, especially by means of the dark-ground illumination. Br Med J. 1909;1:1117-1120.

13. Centre for Disease Control and Prevention & Pan American Health Organization. Syphilis testing practices in the Americas region: results of the 2014 survey. Pan American Health Organization. 2016.

https://www2.paho.org/hq/index.php?option=com_docman&task=doc_view&Itemid=270&gid=37676&lang=en

14. WHO guidelines for the treatment of Treponema pallidum (syphilis). World Health Organization 2016.

15. Hook EW, Roddy RE, Lukehart SA, Hom J, Holmes KK, Tam MR. Detection of Treponema pallidum in lesion exudate with a pathogen-specific monoclonal antibody. J Clin Microbiol. 1985;22(2):241-244.

https://doi.org/10.1128/JCM.22.2.241-244.1985

16. Ito F, Hunter EF, George RW, Pope V, Larsen SA. Specific immunofluorescent staining of pathogenic treponemes with a monoclonal antibody. J Clin Microbiol. 1992;30(4):831-838.

https://doi.org/10.1128/JCM.30.4.831-838.1992

17. Source: Courtesy of David Cox, Centers for Disease Control and Prevention, Atlanta, GA, USA. from: «Laboratory diagnosis of sexually transmitted infections, including human immunodeficiency virus». Edited by M Unemo, et al. World Health Organization, 2013.

18. 2020 European guideline on the management of syphilis M. Janier, M. Unemo, N. Dupin, G.S. Tiplica, M. Potocnik, R. Patel European Academy of Dermatology and Venereology.

https://doi.org/10.1111/jdv.16946

19. Buffet M, Grange PA, Gerhardt A, Calvez V, Bianchi A, Dupin N, et al. Diagnosing Treponema pallidum in secondary syphilis by PCR and immunohistochemistry. J Invest Dermatol. 2007;127(10):2345-2350.

https://doi.org/10.1038/sj.jid.5700888

20. Müller H, Eisendle K, Bräuninger W, Kutzner H, Cerroni L, Zelger B. Comparative analysis of immunohistochemistry, polymerase chain reaction and focus floating microscopy for the detection of Treponema pallidum in mucocutaneous lesions of primary, secondary and tertiary syphilis. Br J Dermatol. 2011;165:50-60.

21. Cruz AR, et al. Immune evasion and recognition of the syphilis spirochete in blood and skin of secondary syphilis patients: two immunologically distinct compartments. PLoS Negl Trop Dis. 2012;6:e1717.

22. Petrich A, Rojas P, Schulze J, et al. Fluorescence in situ hybridization for the identification of Treponema pallidum in tissue sections. Int J Med Microbiol. 2015;305:709-718.

23. Rosanna W, Peeling, David Mabey, Mary L Kamb, Xiang-Sheng Chen, Justin D Radolf, Adele Benzaken Syphilis. Nature reviews Disease primers. 2017; 3:article number 17073.

https://doi.org/10.1038/nrdp.2017.73

24. Janier M, et al. European guideline on the management of syphilis. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2014;28:1581-1593.

25. Chi K-H, et al. Molecular differentiation of Treponema pallidum subspecies in skin ulceration clinically suspected as yaws in Vanuatu using real-time multiplex PCR and serological methods. Am J Trop Med Hyg. 2014;92:134-138.

26. Castro R, et al. Detection of Treponema pallidum sp. pallidum DNA in cerebrospinal fluid (CSF) by two PCR techniques. J Clin Lab Anal. 2016; 30:628-632.

27. Fraga D, et al. Detection of Treponema pallidum by semi-nested PCR in the cerebrospinal fluid of asymptomatic HIV-infected patients with latent syphilis. Clin Lab. 2014;60:2051-2054.

28. Родионова Е.Н., Гущин А.Е., Шипулин Г.А., Хлудова Н.А., Топоровский Л.М., Николенко Ю.А., Тома В.С., Дударева Л.А., Покровский В.В. Выявление ДНК и РНК T. pallidum в клиническом материале у пациентов с различными стадиями сифилиса. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2003;3:43-50.

Rodionova EN, Gushchin AE, Shipulin GA, Hludova NA, Toporovskij LM, Nikolenko YUA, Toma VS, Dudareva LA, Pokrovskij VV. Detection of treponema pallidum DNA and RNA in clinical material from patients with syphilis at different stages. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunobiologii. 2003;3:43-50. (In Russ.).

29. Гущин А.Е., Фриго Н.В., Дударева Л.А., Топоровский Л.М., Ротанов С.В. Перспективы применения полимеразной цепной реакции в диагностике ранних форм сифилиса. Вестник дерматологии и венерологии. 2009;1:46-51.

Gushchin AE, Frigo NV, Dudareva LA, Toporovskij LM, Rotanov SV. Prospects for the use of polymerase chain reaction in the diagnosis of early forms of syphilis. Vestnik dermatologii i venerologii. 2009;1:46-51. (In Russ.).

30. Centurion-Lara A, Castro C, Shaffer JM, Van Voorhis WC, Marra CM, Lukehart SA. Detection of Treponema pallidum by a sensitive reverse transcriptase PCR. J Clin Microbiol. 1997;35(6):1348-1352.

https://doi.org/10.1128/JCM.35.6.1348-1352.1997

31. Ballard R, Hook EW III. Syphilis. In: Unemo M, Ballard R, Ison C, Lewis D, Ndowa F, Peeling R. [eds]. Laboratory diagnosis of sexually transmitted infections, including human immunodeficiency virus. World Health Organization (WHO), Geneva, Switzerland; 2013;107-129.

32. Gayet-Ageron A, Lautenschlager S, Ninet B, Perneger TV, Combescure C. Sensitivity, specificity and likelihood ratios of PCR in the diagnosis of syphilis: a systematic review and meta-analysis. Sexually Transmit Infect. 2013; 89(3):251-256.

https://doi.org/10.1136/sextrans-2012-050622

33. Gayet-Ageron A, Combescure C, Lautenschlager S, Ninet B, Perneger TV. Comparison of Diagnostic Accuracy of PCR Targeting the 47-Kilodalton Protein Membrane Gene of Treponema pallidum and PCR Targeting the DNA Polymerase I Gene: Systematic Review and Meta-analysis. J Clin Microbiol. 2015;53(11):3522-3529.

https://doi.org/10.1128/jcm.01619-15

34. Gayet-Ageron A, Sednaoui P, Lautenschlager S, Ferry T, Toutous-Trellu L, Cavassini M, et al. Use of Treponema pallidum PCR in Testing of Ulcers for Diagnosis of Primary Syphilis1. Emerg Infect Dis. 2015;21(1):127-129.

https://doi.org/10.3201/eid2101.140790

35. Gayet-Ageron A, Ninet B, Toutous-Trellu L, et al. Assessment of a real time PCR to diagnose syphilis from diverse biological samples. Sex Transm Infect. 2009;85:264-269.

36. Wang C, Cheng Y, Liu B, et al. Sensitive detection of Treponema pallidum DNA from the whole blood of patients with syphilis by the nested PCR assay. Emerg Microbes Infect. 2018;7(1):1‐7.

37. Scott LJ, Gunson RN, Carman WF, et al. A new multiplex real‐time PCR test for HSV1/2 and syphilis: an evaluation of its impact in the laboratory and clinical setting. Sex Transm Infect. 2010;86(7):537‐539.

38. Shields M, Guy RJ, Jeoffreys NJ, et al. A longitudinal evaluation of Treponema pallidum PCR testing in early syphilis. BMC Infect Dis. 2012;12:353.

39. Costa‐Silva M, Coutinho D, Sobrinho‐Simoes J, et al. Cross‐sectional study of Treponema pallidum PCR in diagnosis of primary and secondary syphilis. Int J Dermatol. 2018;57(1):46‐49.

40. Глик Б., Пастернак Дж. Молекулярная биотехнология. Принципы и применение. М.: Мир; 2002.

Glik B, Pasternak Dzh. Molekulyarnaya biotekhnologiya. Principy i primenenie. M.: Mir; 2002. (In Russ.).

41. Shen Chang-Hui. Amplification of Nucleic Acids. Diagnostic Molecular Biology. 2019;215-247.

https://doi.org/10.1016/B978-0-12-802823-0.00009-2

42. Grange PA, Gressier L, Dion PL, et al. Evaluation of a PCR test for detection of treponema pallidum in swabs and blood. J Clin Microbiol. 2012;50(3): 546-552.

https://doi.org/10.1128/JCM.00702-11

43. Cuini Wang

https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/29739928/#affiliation-1, Yuanyuan Cheng, Biao Liu, et al. Sensitive detection of Treponema pallidum DNA from the whole blood of patients with syphilis by the nested PCR assay. Emerg Microbes Infect. 2018;7(1):83.

https://doi.org/10.1038/s41426-018-0085-2

44. Vanhaecke C, Grange P, Benhaddou N, Blanche P, Salmon D, Parize P, et al. Clinical and Biological Characteristics of 40 Patients with Neurosyphilis and Evaluation of Treponema pallidum Nested Polymerase Chain Reaction in Cerebrospinal Fluid Samples. Clin Infect Dis. 2016;63(9):1180-1186.

https://doi.org/10.1093/cid/ciw499

45. Cornut P, Sobas CR, Perard L, et al. Detection of Treponema pallidum in aqueous humor by real‐time polymerase chain reaction. Ocul Immunol Inflamm. 2011;19(2):127‐128.

46. Dubourg G, Edouard S, Prudent E, et al. Incidental syphilis diagnosed by real‐time PCR screening of urine samples. J Clin Microbiol. 2015;53(11): 3707‐3708.

47. Heymans R, van der Helm JJ, de Vries H, et al. Clinical value of Treponema pallidum real‐time PCR for diagnosis of syphilis. J Clin Microbiol. 2010; 48(2):497‐502.

48. Tipple C, Hanna M, Hill S, et al. Getting the measure of syphilis: qPCR to better understand early infection. Sex Transm Infect. 2011;87(6):479‐485.

49. Dumaresq J, Langevin S, Gagnon S, et al. Clinical prediction and diagnosis of neurosyphilis in HIV‐infected patients with early syphilis. J Clin Microbiol. 2013;51(12):4060‐4066.

50. Orle KA Gates CA, Martin DH, Body BA, Weiss JB Simultaneous PCR detection of Haemophilus ducreyi, Treponema pallidum, and herpes simplex virus types 1 and 2 from genital ulcers. Journal of Clinical Microbiology. 1996;34(1):49-54.

51. Gimenes F, Medina FS, Abreu A, et al. Sensitive simultaneous detection of seven sexually transmitted agents in semen by multiplex‐ PCR and of HPV by single PCR. PLoS ONE. 2014;9(6):e98862.

52. Zhou L, Gong R, Lu X, et al. Development of a multiplex real‐time PCR assay for the detection of Treponema pallidum, HCV, HIV‐1, and HBV. Jpn J Infect Dis. 2015;68(6):481‐487.

https://doi.org/10.7883/yoken.JJID.2014.416

53. Gama A, Carrillo‐Casas EM, Hernández‐Castro R, et al. Treponema pallidum ssp. pallidum identification by real‐time PCR targetting the polA gene in paraffin‐embedded samples positive by immunohistochemistry. Int J STD AIDS. 2017;28(13):1299‐1304.

54. Grange PA, Jary A, Isnard C, Burrel S, Boutolleau D, Touati A, Bébéar C, Saule J, Martinet P, Robert JL, Moulene D, Vermersch-Langlin A, Benhaddou N, Janier M, Dupin N.Grange PA, et al. Use of a Multiplex PCR Assay To Assess the Presence of Treponema pallidum in Mucocutaneous Ulcerations in Patients with Suspected Syphilis. J Clin Microbiol. 2021;59(2): e01994-20. Print 2021 Jan 21.

https://doi.org/10.1128/JCM.01994-20

55. Sanchez PJ, Wendel GD Jr, Grimpler E, et al. Evaluation of molecular methodologies and rabbit infectivity testing for the diagnosis of congenital syphilis and neonatal central nervous system invasion by Treponema pallidum. J Infect Dis. 1993;167:148-157.

56. Chang KY, Lee MG, Lee JD. Gastric syphilis: polymerase chain reaction detection of treponemal DNA in pseudolymphomatous lesions. Med J. 1994; 35:190-197.

57. Genest DR, Choi-Hong SR, Tate JE, et al. Diagnosis of congenital syphilis from placental examination: comparison of histopathology, Steiner stain, and polymerase chain reaction for Treponema pallidum DNA. Hum Pathol. 1996;27:366-372.

58. Guan Y, Ding R, Zhou Y, Chen X, Miao X, Zhang Y, et al. Sensitivity of nPCR for four types of membrane protein DNA and of two pairs of primers for Tpp47 DNA of Treponema pallidum in whole blood of congenital syphilis newborns. J Matern Fetal Neonatal Med. 2019;32(2):229-235.

https://doi.org/10.1080/14767058.2017.1378321

59. Chenglong Zhou, Xiaohong Zhang, Wei Zhang, Junxia Duan, Feijun Zhao PCR detection for syphilis diagnosis: Status and prospects. J Clin Lab Anal. 2019;33(5):e22890. Epub 2019 Apr 2.

https://doi.org/10.1002/jcla.22890

Поступила 16.06.2021

Received 16.06.2021

Принята в печать 06.09.2021

Accepted 06.09.2021