Лабораторная диагностика «ключевых» инфекций, передаваемых половым путем. Часть II

Негашева Е.С.

ГБУЗ «Московский научно-практический Центр дерматовенерологии и косметологии Департамента здравоохранения города Москвы»

ORCID: 0000-0001-5613-6482

Васильцова М.Ю.

ORCID: 0000-0002-6912-4779

Фриго Н.В.

ГБУЗ «Московский научно-практический Центр дерматовенерологии и косметологии Департамента здравоохранения города Москвы»;
МБУ ИНО ФГБУ «Государственный научный центр Российской Федерации — Федеральный медицинский биофизический центр им. А.И. Бурназяна» Федерального медико-биологического агентства России

ORCID: 0000-0001-6231-971X

Гущин А.Е.

ORCID: 0000-0002-0399-1167

Доля О.В.

ГБУЗ «Московский научно-практический Центр дерматовенерологии и косметологии Департамента здравоохранения города Москвы»;
ФГАОУ ВО «Российский университет дружбы народов им. Патриса Лумумбы»

ORCID: 0000-0001-5019-4593

Китаева Н.В.

ORCID: 0000-0002-3620-2494

Марданлы С.Г.

ГОУ ВО Московской области «Государственный гуманитарно-технологический университет»

ORCID: 0000-0003-3650-2363

Заторская Н.Ф.

ORCID: 0000-0002-3876-6517

Лабораторная диагностика «ключевых» инфекций, передаваемых половым путем. Часть II

Авторы:

Негашева Е.С., Васильцова М.Ю., Фриго Н.В., Гущин А.Е., Доля О.В., Китаева Н.В., Марданлы С.Г., Заторская Н.Ф.

Подробнее об авторах

Журнал: Клиническая дерматология и венерология. 2024;23(1): 6‑11

DOI: 10.17116/klinderma2024230116

Загрузок: 9

Связаться с автором

Оглавление

Как цитировать:

Негашева Е.С., Васильцова М.Ю., Фриго Н.В., и др. Лабораторная диагностика «ключевых» инфекций, передаваемых половым путем. Часть II. Клиническая дерматология и венерология. 2024;23(1):6‑11.
Negasheva ES, Vasiltsova MYu, Frigo NV, et al. Laboratory diagnosis of «key» sexually transmitted infections. Part II. Russian Journal of Clinical Dermatology and Venereology. 2024;23(1):6‑11. (In Russ.)
https://doi.org/10.17116/klinderma2024230116

Подписка 2025 (Russian Journal of Clinical Dermatology and Venereology)

Закрыть метаданные

Рекомендуем статьи по данной теме:

Лабораторная диагностика нейросифилиса: пути оптимизации. Часть II. Современные подходы и биомаркеры. Клиническая дерматология и венерология. 2024;(1):28-36

Птихотропный порокератоз (porokeratosis ptychotropica): особенности клинических и гистологических проявлений. Клиническая дерматология и венерология. 2024;(1):56-62

Косметическое средство (спрей) для интимной гигиены. Клиническая дерматология и венерология. 2024;(1):77-81

Собственный опыт применения препарата атезолизумаб у пациентов с распространенным мелкоклеточным раком легкого. Онкология. Журнал им. П.А. Герцена. 2023;(6):63-67

Активность ацетилхолинэстеразы крови и слюны при боковом амиотрофическом склерозе. Журнал неврологии и психиатрии им. С.С. Корсакова. 2024;(1):128-134

Диагностика ВИЧ-инфекции в Чеченской Республике: современное состояние и перспективы. Профилактическая медицина. 2024;(1):17-24

Эндобронхиальная гамартома. Онкология. Журнал им. П.А. Герцена. 2024;(1):59-62

Хирургия тератомы средостения, содержащей ткань поджелудочной железы. Хирургия. Журнал им. Н.И. Пирогова. 2024;(2):75-83

Алгоритм симптом-ориентированной диагностики головной боли. Профилактическая медицина. 2024;(2):77-85

В обзоре обобщена информация по лабораторным методам диагностики распространенных в Российской Федерации инфекций, передаваемых преимущественно половым путем (ИППП), вызываемых бактериальными и протозойными патогенами — T. vaginalis и M. genitalium. Дана оценка и определено место каждого метода при диагностике данных инфекций. Показано, что абсолютным приоритетом в диагностике инфекций, вызываемых T. vaginalis и M. genitalium, являются прямые методы идентификации, среди которых предпочтение в настоящее время отдается молекулярно-биологическим методам, обладающим высокой чувствительностью и специфичностью, быстротой получения результата (по сравнению с культуральным методом), не требующим присутствия живого возбудителя, дающим возможность одновременной идентификации нескольких возбудителей в одной пробе биоматериала и количественной оценки ДНК/РНК возбудителей (Real-time PCR). Отмечено, что чрезвычайно востребован в современных условиях метод амплификации нуклеиновых кислот (МАНК) для одновременного определения 4 «ключевых» возбудителей ИППП (N. gonorrhoeae, C. trachomatis, M. genitalium, T. vaginalis), повышающий эффективность диагностики этих инфекций. При этом клиническим материалом для исследования в МАНК у мужчин являются первая порция мочи, отделяемое уретры, у женщин — отделяемое уретры, цервикального канала, первая порция мочи.

Ключевые слова:

инфекции

передаваемые половым путем

диагностика

M.genitalium

T.vaginalis

N.gonorrhoeae

C.trachomatis

молекулярно-биологические методы

МАНК

Авторы:

Негашева Е.С.

ORCID: 0000-0001-5613-6482

Васильцова М.Ю.

ORCID: 0000-0002-6912-4779

Фриго Н.В.

ORCID: 0000-0001-6231-971X

Гущин А.Е.

ORCID: 0000-0002-0399-1167

Доля О.В.

ORCID: 0000-0001-5019-4593

Китаева Н.В.

ORCID: 0000-0002-3620-2494

Марданлы С.Г.

ГОУ ВО Московской области «Государственный гуманитарно-технологический университет»

ORCID: 0000-0003-3650-2363

Заторская Н.Ф.

ORCID: 0000-0002-3876-6517

Дата поступления:

09.03.2023

Дата принятия в печать:

16.11.2023

Список литературы:

Fraser CM, Gocayne JD, White O, Adams MD, Clayton RA, Fleischmann RD, Bult CJ, Kerlavage AR, Sutton G, Kelley JM, Fritchman RD, Weidman JF, Small KV, Sandusky M, Fuhrmann J, Nguyen D, Utterback TR, Saudek DM, Phillips CA, Merrick JM, Tomb JF, Dougherty BA, Bott KF, Hu PC, Lucier TS, Peterson SN, Smith HO, Hutchison 3rd CA, Venter JC. The minimal gene complement of Mycoplasma genitalium. Science. 1995;270(5235):397-403.
Шипицына Е.В., Савичева А.М., Бенькович А.С., Соколовский Е.В. Mycoplasma genitalium как возбудитель инфекций урогенитального тракта: патогенез, клиника, диагностика и лечение. Журналъ акушерства и женскихъ болезней. 2008;2:111-120.
Jensen JS. Mycoplasma genitalium infections. Diagnosis, clinical aspects, and pathogenesis. Copenhagen 2005.
Manhart LE, Critchlow CW, Holmes KK. Mucopurulent cervicitis and Mycoplasma genitalium. J of Inf Dis. 2003;187:650-657.
Cohen CR, Manhart LE, Bukusi AS. Association between Mycoplasma genitalium and acute endometritis. Lancet. 2002;359:765-766.
Oakeshott P, Hay P, Taylor-Robinson D, Hay S, Dohn B, Kerry S, Jensen JS. Prevalence of Mycoplasma genitalium in early pregnancy and the relationship between its presence and pregnancy outcome. Br J Obstet Gynaecol. 2004;111(12):1464-1467.
Урогенитальные заболевания, вызванные Mycoplasma genitalium. Клинические рекомендации 2021. Дата обращения 03.03.23. https://cr.minzdrav.gov.ru/schema/216_1
CDC’s Sexually Transmitted Infections (STI) Treatment Guidelines 2021; Mycoplasma genitalium; Accessed Mars 03, 2023. https://www.cdc.gov/std/treatment-guidelines/mycoplasmagenitalium.htm
Jensen JS, Cusini M, Gomberg M, Moi H. 2016 European guideline on Mycoplasma genitalium infections. J Eur Acad of Dermatol and Venereol. 2016; 30(10):1650-1656. https://doi.org/10.1111/jdv.13849
Yoshida T, Deguchi T, Ito M, Maeda S-I, Tamaki M, Ishiko H. Quantitative detection of Mycoplasma genitalium from firstpass urine of men with urethritis and asymptomatic men by real-time PCR. J Clin Microbiol. 2002; 40(4):1451-1455.
Baseman JB, Cagle M, Korte JE, Herrera C, Rasmussen WG, Baseman JG, Shain R, Piper JM. Diagnostic assessment of Mycoplasma genitalium in culturepositive women. J Clin Microbiol. 2004;42(1):203-211.
Jensen JS, Hansen HT, Lind K. Isolation of Mycoplasma genitalium strains from the male urethra. J Clin Microbiol. 1996;34:286-291.
Lind K. Serological cross-reactions between Mycoplasma genitalium and M. pneumonia. Lancet. 1982;2(8308):1158-1159.
Jensen JS. Protocol for the detection of Mycoplasma genitalium by PCR from clinical specimens and subsequent detection of macrolide resistance-mediating mutations in region V of the 23S rRNA gene. Methods Mol Biol. 2012;903:129-139. https://doi.org/10.1007/978-1-61779-937-2_8
Touati A, Peuchant O, Jensen JS, Bebear C, Pereyre S. Direct detection of macrolide resistance in Mycoplasma genitalium isolates from clinical specimens from France by use of real-time PCR and melting curve analysis. J Clin Microbiol. 2014;52:1549-1555.
Wold C, Sorthe J, Hartgill U, Olsen AO, Moghaddam A, Reinton N. Identification of macrolide-resistant Mycoplasma genitalium using real-time PCR. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2015;29(8):1616-1620.
Эйдельштейн И.А., Руднева Н.С., Романов А.В., Зубарева Л.М., Кузьменков А.Ю., Колесникова Е.А., Трушин И.В., Борисов И.В., Суханова Л.Н., Ахмедова А.М., Новикова О.П., Козлов Р.С. Mycoplasma genitalium: мониторинг распространения мутаций, связанных с резистентностью к макролидам в России. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2022;1(24):52-60. https://doi.org/10.36488/cmac.2022.1.52-60
Романова И.В. Совершенствование ведения больных Mycoplasma genitalium-инфекцией на основании результатов изучения генетических маркеров резистентности возбудителя к антибактериальным препаратам: дисс... канд. мед. наук. М. 2020.
Richter SS, Patel JB. Mechanisms of Resistance to Antibacterial Agents. In: Manual of Clinical Microbiology, 11th Edition. American Society of Microbiology. 2015;1212-1245. https://doi.org/10.1128/9781555817381.ch69
Deguchi T, Ito S, Yasuda M, Sato Y, Uchida C, Sawamura M, Manda K, Takanashi M, Kiyota H. Surveillance of the prevalence of macrolide and/or fluoroquinolone resistance-associated mutations in Mycoplasma genitalium in Japan. J Infect Chemother. 2018;24(11):861-867.
Романова И.В., Кисина В.И., Хайруллина Г.А., Фриго Н.В., Жукова О.В., Гущин А.Е. Распространенность и тип мутаций у пациентов дерматовенерологического профиля московского региона за период 2014‒2018 гг. Клиническая дерматология и венерология. 2020;19(1):7-12. https://doi.org/10.17116/klinderma2020190117
Ресурсы и деятельность медицинских организаций дерматовенерологического профиля. Заболеваемость инфекциями, передаваемыми половым путем, заразными кожными болезнями и болезнями кожи за 2020—2021 годы. Статистические материалы. М. 2022.
Федина Е.Д., Бахирев Д.Е., Колкова Н.И., Зигангирова Н.А. Венерическая лимфогранулема: эпидемия «старой» болезни в новых регионах. Клин. микробиол. антимикроб. химиотер. 2013;4(15):261-269.
Tyulenev YA, Guschin AE, Titov IS, Frigo NV, Potekaev NN, Unemo M. First reported lymphogranuloma venereum cases in Russia discovered in men who have sex with men attending proctologists. Int J STD AIDS. 2022;5(33):456-461.
Гомберг М.А., Дьяконов С.А., Раевская О.А. Юридические коллизии диагностики заболеваний, сопровождающихся патологическими выделениями из половых путей женщин. StatusPraesens. Гинекология, акушерство, бесплодный брак. 2021;2(76):41-47.
Silver BJ, Guy RJ, Kaldor JM, Jamil MS, Rumbold AR. Trichomonas vaginalis as a cause of perinatal morbidity: a systematic review and meta-analysis. Sex Transm Dis. 2014;41(6):369-376.
Урогенитальный трихомониаз. Клинические рекомендации 2021. Дата обращения 03.03.23. https://cr.minzdrav.gov.ru/schema/241_2
Madico G, Quinn TC, Rompalo A, McKee Jr KT, Gaydos CA. Diagnosis of Trichomonas vaginalis infection by PCR using vaginal swab samples. J Clin Microbiol. 1998;36:3205-3210.
Mayta H, Gilman RH, Calderon MM, Gottlieb A, Soto Gtuero I, Sanchez S, Vivar A. 18S ribosomal DNA-based PCR for the diagnosis of Trichomonas vaginalis. J Clin Microbiol. 2000;38:2683-2687.
Nye MB, Schwebke JR, Body BA. Comparison of APTIMA Trichomonas vaginalis transcription mediated amplification to wet mount microscopy, culture, and polymerase chain reaction for diagnosis of trichomoniasis in men and women. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 2009;200(2): 188.e1-7. https://doi.org/10.1016/j.ajog.2008.10.005
Schwebke JR, Hobbs MM, Taylor SN, Sena AC, Catania MG, Weinbaum BS, Johnson AD, Getman DK, Gaydos CA. Molecular testing for Trichomonas vaginalis in women: results from a prospective U.S. clinical trial. J Clin Microbiol. 2011;49(12):4106-4111.
Cosentino LA, Campbell T, Jett A, Macio I, Zamborsky T, Cranston RD, Hillier SL. Use of nucleic acid amplification testing or diagnosis of anorectal sexually transmitted infections. J Clin Microbiol. 2012;50(6):2005-2008.
Jackie Sherrard, Janet Wilson, Gilbert Donders, Werner Mendling4 and Jørgen S Jensen. 2018 European (IUSTI/WHO) International Union against sexually transmitted infections (IUSTI) World Health Organisation (WHO) guideline on the management of vaginal discharge. Int J STD AIDS. 2018; 29(13):1258-1272. https://doi.org/10.1177/0956462418785451
Bickley LS, Krisher KK, Punsalang A, Trupei MA, Reichman RC, Menegus MA. Comparison of direct fluorescent antibody, acridine orange, wet mount and culture for detection of Trichomonas vaginalis in women attending a public sexually transmitted disease clinic. Sex Trans Dis. 1989;16(3): 127-131.
Hobbs MM, Lapple DN, Lawing LF, Schwebke JR, Cohen MS, Swygard H, Atashili J, Leone PA, Miller WC, Seña AC. Methods for detection of Trichomonas vaginalis in the male partners of infected women: implications for control of trichomoniasis. Journal of Clinical Microbiology. 2006;44:3994-3999.
Adjei C, Boateng R, Dompreh A, Okyere B, Owiredu E-W. Prevalence and the evaluation of culture, wet mount, and ELISA methods for the diagnosis of Trichomonas vaginalis infection among Ghanaian women using urine and vaginal specimens. Trop Med Health. 2019;47:33. https://doi.org/10.1186/s41182-019-0162-9
CDC’s Sexually Transmitted Infections (STI) Treatment Guidelines 2021; Accessed Mars 03, 2023. https://www.cdc.gov/std/treatment-guidelines/gonorrhoea.htm
Campbell L, Woods V, Lloyd T, Elsayed S, Church DL. Evaluation of the OSOM Trichomonas rapid test versus wet preparation examination for detection of Trichomonas vaginalis vaginitis in specimens from women with a low prevalence of infection. J Clin Microbiol. 2008;46:3467-3469. https://doi.org/10.1128/JCM.00671-08
Huppert JS, Hesse E, Kim G, Kim M, Agreda P, Quinn N, Gaydos C. Adolescent women can perform a point-of-care test for trichomoniasis as accurately as clinicians. Sex Transm Infect. 2010;86(7):514-519. https://doi.org/10.1136/sti.2009.042168
Gaydos CA, Schwebke J, Dombrowski J, Marrazzo J, Coleman J, Silver B, Barnes M, Crane L, Fine P. Clinical performance of the Solana Point-of-Care Trichomonas Assay from cliniciancollected vaginal swabs and urine specimens from symptomatic and asymptomatic women. Expert Rev Mol Diagn. 2017;17(3):303-306. https://doi.org/10.1080/14737159.2017.1282823
Gaydos CA, Hobbs M, Marrazzo J, Schwebke J, Coleman JS, Masek B, Dize L, Jang D, Li J, Chernesky M. Rapid diagnosis of Trichomonas vaginalis by testing vaginal swabs in an isothermal helicase-dependent AmpliVue Assay. Sex Transm Dis. 2016;43:369-373. https://doi.org/10.1097/OLQ.0000000000000447
Гущин А.Е., Рыжих П.Г., Савочкина Ю.А., Шипулина О.Ю., Шипулин Г.А. Изучение распространенности возбудителей ИППП (C. trachomatis, N. gonorrhoeae, M. genitalium, T. vaginalis) с помощью ПЦР в реальном времени в формате «МУЛЬТИПРАЙМ». Клиническая дерматология и венерология. 2011;9(4):90-94.
Дмитрюкова М.Ю., Сенина М.Е., Суровцев В.В., Гущин А.Е. Диагностика патогенных возбудителей микробиоты влагалища методом количественной ПЦР в реальном времени. Трудный пациент. 2019;8-9(17):7-9. https://doi.org/10.24411/2074-1995-2019-10054
Потекаев Н.Н., Негашева Е.С., Гущин А.Е., Полевщикова С.А., Фриго Н.В., Дмитриев Г.А. Опыт ГБУЗ «Московский научно-практический Центр дерматовенерологии и косметологии» в использовании нового мультиплексного ПЦР-теста для обследования пациентов на ИППП. Клиническая дерматология и венерология. 2022;21(5):619-628.

Закрыть метаданные