Блестящая оболочка (zona pellucida — ZP) является эластичным внеклеточным матриксом. Она окружает развивающиеся ооциты млекопитающих и эмбрионы на ранних стадиях развития. ZP формируется в растущих фолликулах во время фолликулогенеза между плазматической мембраной ооцита и внутренним слоем гранулезных клеток [1]. У человека ZP состоит из четырех гликопротеидов (ZP1, ZP2, ZP3 и ZP4) [2], которые синтезируются как в ооците, так и в клетках гранулезы [3]. Синтез фактора транскрипции FIGα [4], участвующего в координации экспрессии всех генов ZP, возрастает к середине беременности — ко времени начала фолликулогенеза у плода [5]. Экспрессия белков ZP является важным элементом успешного фолликулогенеза, и впоследствии блестящая оболочка играет ключевую роль в видоспецифичном оплодотворении, препятствует полиспермному оплодотворению и защищает преимплантационный эмбрион при его прохождении по яйцеводу [6].

Цель исследования — систематизация накопленной за последние 50 лет информации относительно формирования, строения и функций ZP, ее роли в процессе оплодотворения ооцитов и раннем развитии эмбрионов, а также о влиянии ZP на результативность программ экстракорпорального оплодотворения (ЭКО).

Толщина ZP зрелого ооцита человека при измерении с использованием световой микроскопии составляет 16,18±2 мкм [7]; ZP окружает ооцит, диаметр которого приблизительно равен 120 мкм [8].

Матрикс ZP обладает волокнистой и пористой структурой. Филаменты высоко упорядочены, и матрикс ZP, таким образом, обладает двойным лучепреломлением, т. е. показатель преломления поляризованного света зависит от направления распространения лучей в ZP. При использовании поляризационной микроскопии в ZP ооцита человека обнаруживается разделение на слои: внутренний (9,8±2,1 мкм), внешний (6,1±1,7 мкм), обладающие двойным лучепреломлением, и средний слой (3,7±0,9 мкм) с минимальным двулучепреломлением [9]. Более широкий и обладающий бóльшим двулучепреломлением внутренний слой формирует основную толщину ZP и определяет ее оптические свойства [9, 10]. В ооцитах человека филаменты ZP прямые или изогнутые и составляют 0,1—0,4 мкм в длину и 10—14 нм в толщину [11]. Структура внешнего и внутреннего слоев ZP ооцитов человека различается и, вероятно, также может изменяться в процессе фолликулогенеза и оплодотворения. При использовании сканирующей электронной микроскопии обнаружено, что внешний слой ZP незрелых и атретичных ооцитов почти полностью состоит из сильно перепутанных, беспорядочно расположенных филаментов [12]. В свою очередь внешний слой ZP у зрелых и оплодотворенных ооцитов человека состоит из нитей, упорядоченных в многослойную компактную сеть с порами [12]. Поры на внешней поверхности матрикса ZP более широкие, чем поры внутреннего слоя. Такая губчато-пористая структура поверхности ZP может облегчать проникновение сперматозоидов при оплодотворении [11]. Внутренняя поверхность ZP неоплодотворенных ооцитов формирует повторяющиеся структуры, представляющие собой многочисленные короткие и прямые филаменты, переходящие друг в друга, тогда как после оплодотворения эта поверхность содержит большое количество областей, в которых филаменты соединены вместе и формируют плотные структуры [11, 12]. Конденсация филаментов может быть связана с изменениями во внутреннем слое ZP во время оплодотворения, такими как реакция ZP в ответ на действие ферментов кортикальных гранул при кортикальной реакции [11].

У млекопитающих, в зависимости от вида, филаменты ZP состоят из 3 или 4 гликопротеидов, называемых гликопротеидами зоны пеллюцида (ZP1, ZP2, ZP3 и ZP4). Гены ZP2 и ZP3 свойственны всем млекопитающим, в то время как гены ZP1 и ZP4 присутствуют в геноме не у всех видов, и представляют собой либо активные гены, либо псевдогены, т. е. нефункциональные аналоги структурных генов, утратившие способность кодировать белки. Следует отметить, что у различных видов животных ZP формируется с использованием различных комбинаций белков ZP, что, возможно, имеет значение для феномена видоспецифичного оплодотворения [13]. Согласно результатам исследований, проведенных на мышах [14], ZP1 структурно представляет собой димер, состоящий из идентичных полипептидов, которые сшиваются между собой при помощи дисульфидных мостиков, в то время как ZP2 и ZP3 являются мономерами.

Гены ZP1, ZP2 и ZP3 человека на 32—93%, 67—95% и 57—96% нуклеотидной последовательности соответственно являются идентичными таковым генам у других видов млекопитающих [15]. Считается, что все гены белков ZP произошли от одного общего предкового гена посредством дупликаций [16] и трансформации в псевдогены [13].

G. Goudet и соавт. [17] определили, что в филогенетическом плане гены ZP1 и ZP4 — это гены, недавно образовавшиеся путем дублирования. ZP1 и ZP4 — паралогичные гены и предположительно возникли в результате дублирования общего предкового гена. У человека область хромосомы 7q11.23, в которой расположен ген ZP3, содержит полиморфный локус, с него может транскрибироваться функционально-неактивный полипептид POM-ZP3 [18]. 3’конец транскрипта POM-ZP3 на 99% идентичен ZP3 и, вероятно, является результатом дублирования последних 4 экзонов ZP3 (экзоны 5—8) [19]. Согласно исследованиям на мышах, гены ZP экспрессируются во время фазы роста в процессе оогенеза [20]. Согласно профилям накопления мРНК ZP1, ZP2 и ZP3 в течение роста ооцита, транскрипты содержатся в соотношении 1:4:4 [20]; это означает, что активность генов ZP мыши регулируется, по крайней мере, частично, одним транскрипционным фактором, который связывается с промоторными областями всех 3 генов ZP [4].

В течение длительного периода времени возникали споры вокруг типа клеточной популяции, ответственной за синтез белков ZP у млекопитающих. Однако, вероятнее всего, за синтез белков ZP отвечают как сам ооцит, так и клетки гранулезы [1]. В иммуногистохимических исследованиях показано, что белки ZP1—ZP3 экспрессируются в примордиальных фолликулах человека, как в ооцитах, так и в клетках гранулезы, и экспрессия этих белков увеличивается с ростом фолликула [3].

ZP у млекопитающих, в отличие от оболочки яйцеклеток у низших видов животных, обычно менее гибкая и более устойчива к пенетрации, что делает ее физическим барьером для защиты ооцита [21]. В процессе созревания ооцита [6] через ZP, благодаря щелевым контактам, поддерживается связь ооцита с клетками гранулезы [22]. При помощи межклеточной коммуникации облегчаются рост и созревание ооцита [6]. После овуляции ZP позволяет ооциту свободно перемещаться в фаллопиевой трубе, а впоследствии препятствует ранней адгезии и имплантации эмбриона в стенку яйцевода [23]. Критическими функциями ZP являются: возможность видоспецифичного оплодотворения, индукция акросомной реакции у сперматозоидов и блокирование полиспермного оплодотворения [24]. У эмбрионов на стадии дробления ZP позволяет сформировать больше контактов между бластомерами, тем самым облегчая процесс компактизации [25]. Физическое ограничение объема эмбриона гарантирует максимальный контакт между бластомерами, который в свою очередь является необходимым условием для компактизации [26]. В дальнейшем ZP поддерживает целостность внутренней клеточной массы [27]. ZP также является ключевым барьером, защищающим ранний эмбрион от микроорганизмов, вирусов и иммунных клеток, которые могут присутствовать в яйцеводе [28].

Во время фолликулогенеза, чтобы обеспечить внеклеточный матрикс для прикрепления гранулезных клеток, необходима экспрессия белков ZP [29]. Установлено, что у мышей отсутствие синтеза гликопротеида ZP3 отрицательно влияет на фолликулогенез в связи с нерегулярным и неоднородным расположением клеток лучистого венца. Кроме того, у этих мышей, по сравнению с животными дикого типа, плохо организован яйценосный бугорок. Подобный феномен также наблюдался у мышей с дефицитом ZP2 [29]. Поскольку ZP — очень вязкий внеклеточный матрикс, он, возможно, служит также для стабилизации щелевых контактов, которые формируются между ооцитом и клетками короны [14].

Межклеточные контакты, проходящие сквозь ZP, как полагают, очень важны для транспортировки небольших молекул, которые облегчают рост ооцита и поддерживают его в мейотическом блоке [6]. Следует отметить, что при исследовании фолликулогенеза мышей, у которых блокирован синтез ZP1, ZP2 или ZP3, обнаружено, что пул первичных и вторичных фолликулов не изменен, однако количество антральных фолликулов снижено [30]. Это явно свидетельствует, что нарушение формирования ZP препятствует развитию фолликулов до антральной стадии. Однако осталось невыясненным, в связи с чем наблюдалось снижение количества антральных фолликулов: было ли это результатом прямого влияния отсутствия синтеза белков ZP1, ZP2 и ZP3, или же данный феномен возник опосредованно из-за изменений во взаимодействии соматических клеток с ооцитом [30].

Концепция контактного взаимодействия гамет заключается в следующем: сперматозоид должен иметь интактную акросому, чтобы взаимодействовать с ZP; сперматозоиды, которые перенесли акросомную реакцию до взаимодействия с ZP, не в состоянии оплодотворить яйцеклетку [31]. Действительно, сперматозоиды с уже произошедшей акросомной реакцией вследствие слияния наружной плазматической мембраны с мембраной акросомы, теряют внешнюю плазматическую мембрану, которая в свою очередь несет молекулы, необходимые для взаимодействия с белками ZP [32]. Ранее считалось, что акросомная реакция происходит на поверхности ZP [33], поскольку обнаружено, что белки ZP1, ZP3 и ZP4, связываясь с капацитированным сперматозоидом, имеющим интактную акросому, вызывают акросомную реакцию [34]. Однако недавние исследования [33, 35] показали, что за стимулирование акросомной реакции сперматозоидов in vivo в основном ответственны клетки кумулюса, и большинство сперматозоидов, достигающих ZP, уже имеют прореагировавшую акросому. Кроме того, обнаружено, что сперматозоид с прошедшей акросомной реакцией в состоянии проникнуть через ZP и впоследствии оплодотворить яйцеклетку [36].

В исследованиях на ооцитах мышей установлено, что белок ZP3 функционирует как основной рецептор для сперматозоидов. ZP3 обеспечивает связывание (так называемый биндинг) с капацитированными сперматозоидами и последующую индукцию акросомной реакции. Авторы рассматривают ZP2 как вторичный рецептор сперматозоидов, вызывающий биндинг акросомно-прореагировавшего сперматозоида к ZP. Роль ZP1 в биндинге сперматозоидов не ясна, но, как полагают, данный белок играет роль в поддержании структуры матрикса зоны посредством ковалентного перекрестного сшивания филаментов ZP [31].

У человека все белки ZP, кроме ZP2, связываясь с капацитированным сперматозоидом с интактной акросомой, вызывают акросомную реакцию [37]. Вероятно, что ZP2 является единственным лигандом зоны для связывания сперматозоидов человека, так как показано, что у мышей, трансгенных по гену ZP2 человека, наблюдается биндинг сперматозоидов человека с ZP ооцитов мыши, в то время как связывание с ZP1, ZP3 или ZP4 человека не наблюдается [38, 39].

Предположительно, до проникновения и слияния гамет на молекулярном уровне сперматозоид связывается с N-терминальным доменом ZP2 (аминокислоты 51—149) [39]. Вероятно, более специфичное «узнавание» между сперматозоидом и ZP осуществляется за счет связывания участков белковых молекул по принципу ключ—замок: различные белки сперматозоида связываются в большие комплексы с отдельными доменами гликопротеидов ZP [40]. Образование таких комплексов может предотвратить межвидовое скрещивание, обеспечивая межвидовой блок оплодотворения, но отсутствие одного из этих белков не может со стопроцентной вероятностью остановить узнавание [40]. На молекулярном уровне множество лигандов на поверхности сперматозоида, таких как β-1—4-галактозилтрансфераза, рецептор к гликопротеиду ZP3, SED1, зонадгезин, дезинтегрин и металлопротеаза 3-го типа (ADAM3), предложены как потенциальные кандидаты, обеспечивающие фактическое связывание 2 гамет [8].

Взаимодействие сперматозоида с яйцеклеткой достаточно видоспецифичное событие. Однако у млекопитающих значительная часть межвидовой перекрестной реактивности может осуществляться за счет взаимодействия яйцеклетки и сперматозоида [41]. В то время как сперматозоид мыши не специализирован в узнавании яйцеклеток своего вида [41], сперматозоиды человека обладают высокой степенью специфичности, поскольку они связываются только с ооцитами высших приматов (Homo sapiens, Gorilla gorilla, Hylobates lar) [41]. Однако в случаях полного удаления ZP сперматозоиды человека в состоянии проникнуть в зрелую яйцеклетку других видов животных, например, в яйцеклетку хомяка [42].

Ранее предполагалось, что ZP является ключевым элементом поддержания видоспецифичности во время оплодотворения. У мышей, трансгенных по генам ZP2 и ZP3 человека, ZP ооцитов способна связываться со сперматозоидами мыши, в то время как с человеческими сперматозоидами — нет [43]. Подобный феномен наблюдался и в случае, когда у трансгенных мышей экспрессировался ZP4 человека [38], свидетельствуя, что наличие ZP4 и ZP2/ZP3 человека не является достаточным условием для видоспецифичного узнавания сперматозоида человека. Позже показано, что сперматозоиды человека действительно связываются с ZP2 человека и трансгенными по ZP2 человека яйцеклетками мыши, а не с ZP1, ZP3 или ZP4 [39]. Сайт узнавания сперматозоида расположен в N-терминальном домене ZP2. Предполагалось также, что видоспецифичный биндинг сперматозоида к яйцеклетке может осуществляться за счет специфического для различных видов профиля гликозилирования белков ZP [44]. Эта гипотеза подтверждается результатами исследований, свидетельствующими, что белки ZP человека обладают уникальным профилем гликозилирования, который значительно отличается от такового у белков ZP других млекопитающих [45].

Домен вблизи C-терминального конца ZP3 обладает высоким уровнем изменчивости последовательности аминокислот у млекопитающих различных видов по сравнению с остальной частью гликопротеида ZP3 [46]. Большая изменчивость домена ZP3 у разных видов явилась результатом быстрого эволюционирования этой области, указывая на то, что этот участок является объектом положительного дарвинистского отбора [47]. Вероятно, эта область может являться основным участком для связывания сперматозоидов [48] и индукции акросомной реакции [49]. Вследствие этого высказано предположение, что изменчивость аминокислотной последовательности в этой области ZP3 может приводить к видоспецифичному связыванию сперматозоидов с ZP [50].

После проникновения через ZP слияние гамет начинается со слияния экваториального сегмента плазматической мембраны сперматозоида с микроворсинками плазматической мембраны яйцеклетки [15]. Показано, что для слияния сперматозоида с яйцеклеткой необходимо наличие 4 белков: CD9 и Juno на оолеме ооцита, Izumo1 и Spaca6 на сперматозоиде [51]. У гамет мышей в отсутствие белков CD9 или Juno и Izumo1 или Spaca6 слияние мембран половых клеток сильно затруднено или полностью отсутствует [52—54]. Присутствующий на плазматической мембране яйцеклетки Juno [53] является рецептором для Izumo1, который располагается на поверхности сперматозоида после акросомной реакции [52]. До настоящего времени Juno и Izumo1 — это единственная известная пара клеточных рецепторов, ответственных за процесс узнавания яйцеклеткой сперматозоида [53].

Различные организмы для предотвращения полиспермного оплодотворения развили разные биологические механизмы. У самок млекопитающих репродуктивная система оказывает очень жесткий отбор в селекции сперматозоидов, поскольку лишь несколько сотен сперматозоидов из сотен миллионов, попадающих в половые пути, достигают яйцеклетки [53]. Таким образом, множество слоев, окружающих яйцеклетку млекопитающих, возможно, эволюционно развились как барьер, препятствующий полиспермному оплодотворению яйцеклетки [13]. Кроме того, жидкость яйцевода, вероятно, модифицирует ZP перед оплодотворением [55] посредством связывания с ее поверхностью яйцеводспецифичного гликопротеида OVGP1 [55], что делает ZP более устойчивой к протеолитическому расщеплению и проникновению сперматозоидов [56].

Блок полиспермии у яйцеклеток млекопитающих реализуется прежде всего на двух уровнях: на уровне ZP и плазматической мембраны яйцеклетки. Механизмы блока на уровне плазматической мембраны мало изучены, в то время как блок ZP или «реакция зоны» в ответ на выброс кортикальных гранул — хорошо исследованное явление [57]. После оплодотворения кортикальные гранулы, т. е. секреторные органеллы, расположенные в корковом слое неоплодотворенного ооцита, мигрируют к плазматической мембране ооцита, их мембраны сливаются, что приводит к экзоцитозу их содержимого в перивителлиновое пространство. Это явление получило название «кортикальной реакции», в результате которой, как полагают, отщепляются углеводные остатки от протеидов, вовлеченных в процесс биндинга сперматозоидов к ZP [58], и расщепляются гликопротеиды ZP, вызывая в конечном счете «затвердевание зоны» [56]. В исследованиях на мышах сформировались 2 различные модели, объясняющие блок полиспермии. Согласно первой — «модели распада ZP2», овастацин (ovastacin), ооцитспецифическая металлоэндопротеаза, выходя из кортикальных гранул [59], расщепляет белок ZP2 в N-терминальном домене [60, 61], препятствуя тем самым прикреплению сперматозоидов к ZP [61]. После этого начального расщепления дальнейшая диссоциация ZP2 приводит к разрушению домена, связывающего сперматозоиды [39, 61]. Высказано предположение, что не диссоциировавшийся ZP2 позволяет связаться сперматозоиду с ZP, а диссоциация ZP2 приводит к блокированию их связывания [60].

Вторая модель — «модель отщепления гликанов от ZP3» основана на гипотезе о том, что выход в перивителлиновое пространство гликозидазы после экзоцитоза кортикальных гранул вызывает отщепление O-гликанов в ZP3 в сайтах Ser332 и Ser334, что приводит к неспособности ZP связывать сперматозоиды после оплодотворения [8]. Однако E. Boja и соавт. [62] сообщали, что оба сериновых остатка в ZP3 мыши не заняты гликанами.

Согласно результатам недавних исследований E. Bianchi, G. Wright [51], выдвинута новая гипотеза, объясняющая механизм блока полиспермии. Выяснено, что Juno, рецептор узнавания сперматозоида, расположенный в плазматической мембране яйцеклетки, не обнаруживается в ней уже через 30—40 мин после оплодотворения. Важность данного явления заключается в том, что за этот период времени и развивается блок полиспермии [57]. Рецептор Juno, исчезая из плазматической мембраны, начинает обнаруживаться в везикулах в перивителлиновом пространстве. Вследствие этого авторы выдвинули гипотезу, что Juno, содержащийся в везикулах, может связываться со сперматозоидами и, таким образом, быстро нейтрализовывать проникающие в перивителлиновое пространство сперматозоиды, реализуя блок полиспермного оплодотворения [51].

В течение последнего десятилетия цейтраферная съемка позволила эмбриологам последовательно оценить развитие преимплантационных эмбрионов. В результате этот метод позволил обнаружить, что бластоцисты человека и других видов млекопитающих проходят серию экспандирований и коллапсирований, перед тем как вылупиться из ZP, т. е. перед хетчингом. Когда бластоциста экспандируется, ее диаметр увеличивается, а толщина ZP резко уменьшается и становится почти невидимой. Можно предположить, что это истончение требует значительных структурных изменений ZP. Увеличение размера бластоцисты и одновременное действие протеаз (например, трипсина), которые синтезируются бластоцистой и/или маткой [63], в конечном счете вызывают разрыв ZP и делают возможным хетчинг бластоцисты. После вылупления из блестящей оболочки бластоциста адгезируется на люминальном эпителии и имплантируется в толщу эндометрия [64]. Отсутствие хетчинга ведет к невозможности имплантации эмбриона [65].

К примеру, у рыбы японская медака (Oryzias latipes) в ZP3 идентифицирован целевой сайт (аргинин в положении R167) для действия ферментов хетчинга [66]. В белке ZP3 аргинин в положении R142 важен для димеризации белков ZP [67], и может являться мишенью для действия ферментов хетчинга, приводя к дестабилизации димерной структуры белков ZP [67]. Аналогичный сайт обнаружен и в ZP3 человека (R130), и, вероятно, подобный механизм дестабилизации димерной структуры белков ZP может быть вовлечен в процесс хетчинга эмбрионов человека [67].

Развитие вспомогательных репродуктивных технологий помогло углубленно изучить структурные особенности человеческого ооцита, в том числе и ZP. Нужно подчеркнуть, что качество ооцита в целом рассматривается как один из ключевых факторов фертильности женщины, так как определяет исходный потенциал для развития эмбриона [68]. Различия в форме, толщине или составе ZP могут приводить к снижению контактного взаимодействия ооцитов человека со сперматозоидами и соответственно к снижению фертильности [69]. Однако отклонения ZP по форме не обязательно являются предикторами бесплодия или неудачных клинических исходов. По данным G. Paz и соавт. [70], при оплодотворении ооцитов методом интрацитоплазматической инъекции сперматозоида (ИКСИ) можно избежать отрицательных эффектов, связанных с различной толщиной и формой ZP. N. Esfandiari и соавт. [71] также сообщили об успешном достижении беременности после ИКСИ при использовании ооцитов с дефектами ZP (толстая зона, овальная зона) и цитоплазмы.

Толщина ZP не является константной величиной, поскольку прогрессивно увеличивается во время созревания фолликула и уменьшается перед хетчингом бластоцисты [9]; толщина и вариабельность толщины зоны постепенно уменьшаются с возрастом женщины [72]. Интересно отметить, что вариабельность толщины зоны может быть использована как предиктор результативности программ ЭКО относительно наступления беременности, по-видимому, из-за увеличения способности эмбриона к хетчингу [72]. Кроме того, в исследованиях E. Bertrand и соавт. [73] замечено, что ооциты с более тонкой ZP обладают большей способностью к оплодотворению.

Напротив, в практике ЭКО факт наличия у ооцита толстой ZP (≥22 мкм) связан с низкой долей оплодотворяемости [73]. Курение является одной из основных известных причин увеличения толщины ZP у ооцитов и эмбрионов [74]. Теоретически, толстая ZP может оказывать негативное влияние на экспансию бластоцисты, что в свою очередь может снижать способность к имплантации. Согласно имеющимся данным литературы, явные доказательства того, что толстая ZP негативно влияет на имплантацию эмбрионов, отсутствуют. Несмотря на это, вспомогательный хетчинг довольно часто используется в практике ЭКО как при ИКСИ, так и при оплодотворении in vitro. Эта манипуляция, предположительно, должна увеличивать долю имплантации эмбрионов у пациенток с неблагоприятным прогнозом или у эмбрионов с толстой ZP. Вспомогательный хетчинг может реализовываться либо через истончение, либо через перфорацию матрикса зоны. Такие аномалии строения ZP, как овальная или несимметричная форма, темная зона или увеличенное перивителлиновое пространство, связаны в практике ЭКО со сниженным процентом беременности и имплантацией [75]. Действительно, сферическая форма ZP, как полагают, является идеальной в плане получения максимального контакта между бластомерами, что является предпосылкой для дифференцирования внутренней клеточной массы и ее дальнейшего развития в плод. Остальные бластомеры, окружающие внутреннюю клеточную массу, дадут начало трофобласту, а позднее сформируют большую часть плаценты. Таким образом, есть основания полагать, что у эмбрионов, полученных из ооцитов овоидной формы, может быть снижена способность к формированию оптимального соотношения клеточных популяций в эмбрионе (внутренней клеточной массы и трофэктодермы) [75]. Кроме того, овальная форма ZP способна спровоцировать атипичное дробление бластомеров, которое может привести к задержке компактизации и формирования бластоцисты [69].

Аналогичным образом при использовании в циклах ЭКО/ИКСИ ооцитов с большим перивителлиновым пространством [76] или с наличием темной зоны [77] отмечены снижение оплодотворяемости, низкий уровень получения эмбрионов хорошего качества; это влечет за собой неблагоприятные клинические исходы. Расслоение зоны ассоциировано с отсутствием оплодотворения при ИКСИ [10] и, вероятно, этот фактор и размер перивителлинового пространства влияют на жизнеспособность эмбрионов [69]. Расслоение зоны может быть вызвано временным прерыванием синтеза или секреции белков ZP во время формирования матрикса зоны, либо вследствие механического воздействия при поиске комплексов ооцит—кумулюс, либо при денудации [10]. В исследованиях на нокаутных мышах показано, что причиной толстой ZP и ее патологии может являться генетический фактор, включая мутацию (мутации) в генах гликопротеидов ZP [30]. К настоящему времени проведено несколько исследований относительно предполагаемой связи между генетическими факторами и аномалиями ZP человека. У женщин с патологией формы ZP найдено 8 различных вариантов генов, кодирующих ZP1—ZP4 [78]. Однако ни одна из найденных генетических последовательностей не объясняла наблюдаемый дефект зоны. Несмотря на имеющуюся патологию, ZP ооцитов этих пациентов имела нормальную способность связывать сперматозоиды. Таким образом, следует полагать, что бесплодие у этих женщин может быть объяснено иными факторами, нежели нарушениями взаимодействия сперматозоида с ооцитом [78]. В другом исследовании, выполненном M. Ferre и соавт. [79], у женщин, в программах ЭКО которых наблюдались лизис ооцитов и легко повреждаемая ZP, исследованы гены ZP1—ZP4. Найдено 5 вариантов аллелей, но ни одна из них, как оказалось, не связана с лизисом ооцитов. По-видимому, феномен лизиса ооцитов явился результатом действия других факторов, таких как овариальная стимуляция, используемая в программах ЭКО.

Блестящая оболочка (zona pellucida) представляет собой внеклеточный матрикс, окружающий ооцит и эмбрион на ранних стадиях развития. В процессе развития плода экспрессия белков блестящей оболочки и их мРНК может быть обнаружена уже на 11-й неделе беременности и достигает пика к 20-й неделе — времени, когда формируются первичные фолликулы плода. Это говорит о том, что компоненты, необходимые для формирования матрикса зоны, присутствуют уже задолго до формирования самой блестящей оболочки и могут играть определенную роль в фолликулогенезе. Блестящая оболочка также играет большую роль в реализации видоспецифичного оплодотворения и блоке полиспермного оплодотворения. Благодаря наличию блестящей оболочки дробящийся эмбрион может сохранять необходимый контакт между бластомерами, что позволяет эмбриону компактизоваться и сформировать бластоцисту. Наличие блестящей оболочки позволяет эмбриону свободно перемещаться по фаллопиевой трубе без адгезии на ее стенках. Нарушение целостности зоны и вылупление бластоцисты из блестящей оболочки (хетчинг) позволяют эмбриону имплантироваться. Отсутствие хетчинга ведет к невозможности имплантации эмбриона. Углубленное понимание структуры и функций блестящей оболочки, ее особенностей позволит повысить эффективность выявления причин бесплодия и обосновать выбор наиболее подходящего лечения.

Участие авторов:

Сбор и обработка материала — К.В., В.П.

Написание текста — К.В.

Редактирование — С.А.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

The authors declare no conflicts of interest.

Сведения об авторах

Константин Владимирович Кириенко — «АльтраВита», ООО «ЭКО ЦЕНТР», Москва, Россия. 117186, Россия, Москва, ул. Нагорная, д. 4А; e-mail: altravita@mail.ru; https://orcid.org/0000-0001-8713-6231

Валентина Петровна Апрышко — «АльтраВита», ООО «ЭКО ЦЕНТР», Москва, Россия. 117186, Россия, Москва, ул. Нагорная, д. 4А; e-mail: altravita@mail.ru; https://orcid.org/0000-0001-8713-6231

Сергей Александрович Яковенко — «АльтраВита», ООО «ЭКО ЦЕНТР», Москва, Россия. 117186, Россия, Москва, ул. Нагорная, д. 4А; e-mail: altravita@mail.ru

КАК ЦИТИРОВАТЬ

Кириенко К.В., Апрышко В.П., Яковенко С.А. Zona pellucida: строение, функции, свойства (обзор литературы). Проблемы репродукции. 2019;25(3):-112. https://doi.org/10.17116/repro201925031

Автор, ответственный за переписку: Кириенко К.В. — «АльтраВита», ООО «ЭКО ЦЕНТР», Москва, Россия.
Тел. +7(967) 167-79-23; е-mail: kkiriyenko@rambler.ru