Введение

Изучив рандомизированные исследования и метаанализы последних 5 лет, посвященные применению стромально-васкулярной клеточной фракции жировой ткани (stromal vascular fraction — SVF) в клинической практике, можно убедиться не только в нарастающем интересе к данному виду терапии, но и в доказанной клинической эффективности SVF в эстетической хирургии, а также при лечении патологий различных органов и тканей: по данным всемирной базы клинических исследований ClinicalTrial.gov, на сегодняшний день зарегистрировано 127 исследований по лечению SVF остеоартрита, ревматоидного артрита, алопеции, последствий инфаркта миокарда, системного склероза, рассеянного склероза, последствий черепно-лицевой травмы, хронических незаживающих ран, келоидных рубцов, фасциальной атрофии; 7 из этих исследований проходят на территории РФ [1—5].

В пластической хирургии SVF привлекает внимание ввиду ее политаргетности и многокомпонентности. Действие различных типов клеток в ее составе способно вызывать реакции, приводящие к регенерации тканей. Эти свойства могут помочь найти решение актуальной проблемы резорбции жирового аутотрансплантата при эстетических и реконструктивных операциях, а также проблемы улучшения регенерации тканей в послеоперационном периоде. В клинической практике давно отмечено, что при липофилинге резорбция жирового трансплантата составляет 30—70%, его приживаемость в лобной, малярной и окологлазничной областях составляет 50—70%, в височной и носогубной областях — 30—40% [6—8].

По результатам исследований, посвященных оценке эффективности SVF с липофилингом при операциях на лице, продемонстрировано положительное влияние SVF на приживление жирового аутотрансплантата (в среднем процент сохранения объема жирового трансплантата с добавлением SVF и без нее составлял 63% против 39% соответственно) [9—11]. Однако в этих научных работах не упоминается влияние типа клеток и их биологических свойств на клиническую эффективность. К примеру, P. Gentile и соавт. [12], G. Sasaki [13] и S. Schendel [14] определили положительную корреляцию между послеоперационными изменениями толщины подкожно-жировой клетчатки (ПЖК) и количеством клеток в образце SVF, но не изучали состав и свойства фракции. N. Gontijo-de-Amorim и соавт. [15] выявили типы клеток в вводимом образце SVF с помощью иммунофенотипирования, но не проводили оценку пролиферативного потенциала клеток — показателя регенеративной способности фракции. Таким образом, приводятся данные об эффективности применения SVF для улучшения приживления жирового аутотрансплантата, но нет понимания, какие именно элементы фракции и в каком соотношении обеспечивают данный эффект. Актуальность нашего исследования заключается в определении типа клеток, влияющих на приживление жирового аутотрансплантата; в оценке влияния биологических свойств клеток SVF на устойчивость послеоперационного результата; в выявлении основных факторов, влияющих на биологические свойства клеток SVF.

Материал и методы

В исследовании участвовали две группы пациентов — женщины от 32 до 76 лет без тяжелых сопутствующих заболеваний, требующих постоянной медикаментозной коррекции, со стабильным весом во время исследования.

Пациенткам проводился липофилинг — и как самостоятельная процедура, и в сочетании с эстетическими и реконструктивными операциями на лице.

Основная группа (n=30) включает пациенток, которым выполнялась операция на лице вместе с липофилингом с SVF.

Контрольная группа (n=30) включает пациенток, которым выполнялась операция на лице вместе с липофилингом без SVF.

Критерии включения в исследование (согласно Приказу Федеральной службы по надзору в сфере здравоохранения и социального развития от 22.08.11 ФС №2011/252): приобретенные деформации лица и тела разной этиологии — посттравматические, послеродовые, связанные с дефицитом объема мягких тканей; старческая атрофия лица (старческий эластоз) (по МКБ-10: класс XII — болезни кожи и подкожной клетчатки, код L57.4) — западение носогубной, слезной борозд и т.д.; атрофические поражения кожи (по МКБ-10: класс XII — болезни кожи и подкожной клетчатки, код L90.5 — рубцовые состояния и фиброз кожи; L90.6, L90.8; L90.9 — атрофические полосы, атрофические изменения кожи); локальная послеоперационная недостаточность жировой ткани — изменение контуров; западения. Пациент подтверждал свое согласие на устранение эстетического недостатка с помощью хирургического вмешательства и участие в данном научном исследовании подписью в договоре, информированном согласии.

Критерии исключения из исследования: снижение веса в послеоперационном периоде; наличие состояний/заболеваний из списка, утвержденного Приказом Федеральной службы по надзору в сфере здравоохранения и социального развития от 22.08.11 ФС №2011/252.

Результаты применения SVF с липофилингом для оценки эффективности получали по клиническим и лабораторным данным.

Клинические исследования

1. Анализ кожи с помощью системы визуализации LifeViz (создание 3D-модели и сравнение объема жирового трансплантата в течение времени, динамическая оценка качества кожи: пигментации, поверхностной васкуляризации).

2. УЗИ кожи и подкожно-жировой клетчатки (измерение толщины кожи и ПЖК до и после процедуры — через 3 мес и 6 мес).

3. Визуальная оценка и удовлетворенность пациента результатом лечения.

Для УЗИ кожи и ПЖК выбраны определенные антропометрические показатели (рис. 1) (точки из научного исследования С.В. Грищенко и соавт. [16], модифицированные по актуальным требованиям данной работы): 1-я точка — в 2,5 см от крыла носа на линии, соединяющей основание крыла носа и козелок ушной раковины; 2-я точка — в 2,5 см от латерального угла глаза на линии, соединяющей нижний край орбиты на уровне латерального угла глаза и верхнюю границу наружного слухового прохода; 3-я точка — в 2,5 см от угла рта на линии, соединяющей угол рта и козелок ушной раковины.

Лабораторные исследования

1. Количество ядросодержащих клеток во введенном образце SVF (подсчет в камере Горяева с окраской трипановым синим).

2. Определение жизнеспособности клеток вводимого образца SVF.

3. Определение типов клеток вводимого образца SVF — проточная цитометрия.

4. Оценка пролиферативного потенциала мезенхимальных клеток жировой ткани (adipose derived stem cells — ADSC) из вводимого образца SVF.

Получение SVF и процедура липофилинга

Выбор донорских зон пациента обусловлен наибольшим содержанием в них жизнеспособных стромальных клеток — это внутренняя поверхность бедер и колен и передняя брюшная стенка ниже пупка. [17] Взятие аутологичной жировой ткани производилось шприцевым методом по протоколу Колемана (шприц 10 мл) с использованием тупой канюли (Byron Medical Inc., США) диаметром 3 мм. Средний объем взятого жира составлял 100—150 мл. Соотношение собственно жирового трансплантата и липоаспирата для получения SVF — 1:1. Первым этапом обработки всего липоаспирата было декантирование и 2-кратное промывание. Таким образом, для введения использовался промытый и декантированный жир без дальнейшей обработки, а для получения SVF жир центрифугировали дважды по нашему модифицированному протоколу. Полученная SVF смешивалась с основным объемом жирового графта, при этом до 1 мл SVF было оставлено для лабораторных исследований. Объем вводимого жира составлял в среднем 20—30 мл в среднюю и нижнюю зоны лица на определенную площадь — в среднем 20 см². Жировой трансплантат вводился в подкожный слой равномерно в разных плоскостях тоннельной техникой с помощью канюль диаметром 1,5 мм и 2 мм и шприцов 1 мл. Введение осуществлялось исключительно в слои жировой ткани: в подкожный слой — ввиду оптимальной толщины данного слоя и сохранной ангиоархитектоники и в слой глубоких жировых пакетов (а также с учетом индивидуальных потребностей пациента).

Анализ вводимого образца SVF и культивирование клеток в лаборатории

1 мл образца вводимой SVF каждого пациента анализировали по количеству ядросодержащих и жизнеспособных клеток — выполняли подсчет клеток в камере Горяева с окраской трипановым синим (маркер мертвых клеток и тканей). Затем клетки фракции высеивали на флаконы с культуральной средой (Dulbecco’s Modified Eagle Medium — DMEM) с L-глутамином, 10% FBS (fetal bovine serum — эмбриональной бычьей сывороткой), 1% раствором антибиотика (гентамицин+стрептомицин). Клетки культивировали в течение 10 дней, 3 последовательных пассажа анализировались через каждые 3 дня. В каждом 3-м пассаже культуры клеток производились подсчет количества клеток в камере Горяева, оценка жизнеспособности клеток (окраска трипановым синим — оценка целостности клеточной мембраны), вычисление пролиферативного роста клеточной популяции.

Определение поверхностных маркеров клеток (определение типов клеток) в образце SVF проводили посредством системы проточной цитометрии Accuri C6 (FACScan BD Biosciences) на 2-м пассаже клеток. Клетки промывали PBS (phosphate buffered saline — натрий-фосфатным буфером) и затем инкубировали с трипсин-EDTA (этилендиаминтетрауксусной кислотой) при 37°C в течение 4 мин. После этого в клеточную взвесь добавляли среду с FBS и центрифугировали (5 мин, 300 g). После удаления супернатанта клетки ресуспендировали в PBS с 0,5% (вес/объем) BSA (bovine serum albumin — альбумином бычьим сывороточным Sigma-Aldrich). Клетки были поровну разделены на аликвоты (250 000 клеток/аликвота). Отдельно добавлены в аликвоты конъюгированные моноклональные антитела против CD105, CD45 (Exbio Praha), CD34 (Invitrogen), CD90 (BD Biosciences), CD31 (BioLegend). Затем аликвоты были инкубированы с антителами при 4°C в темноте 30 мин. Окрашенные клетки промывали 3 раза PBS с 0,5% (вес/объем) BSA. Использовалась панель моноклональных антител, конъюгированных с флуоресцеинизотиоцианатом, к следующим антигенам: CD13, CD14, CD16, CD31, CD34, CD44, CD45, CD49d, CD56, CD62e, CD71, CD90, CD104, CD105 и CD106.

Среди них стандартные маркеры стромальных клеток жировой ткани: CD105 (эндоглин, мембранный гликопротеин, часть рецепторного комплекса TGFβ, контролирующего клеточную пролиферацию и дифференцировку), CD90 (антиген тимоцитов — Thy-1, надсемейство иммуноглобулинов). Также оценивались CD31 (эндотелиальная молекула адгезии тромбоцитов 1 — PECAM-1) и маркеры гемопоэтических клеток CD34 и CD45.

Результаты

Клинические данные

По данным УЗИ кожи и мягких тканей на точках осмотра через 3 мес и 6 мес после операции в группе пациентов, которым проводилось введение жирового графта с SVF, чаще наблюдалась стабильность толщины ПЖК, что соответствовало объему жирового аутотрансплантата. Толщина кожи преимущественно не изменялась в основной и контрольной группах, были незначительные изменения в ряде случаев, что может быть вызвано рубцеванием субдермального слоя после прохождения канюли.

По данным табл. 1 видно, что изменения тканей после операции в основной группе существенные и остаются стабильными спустя 3 мес и 6 мес после операции. Изменения толщины ПЖК более существенные, чем изменения толщины кожи. Для кожи изменения толщины слоя составляют в среднем 11—22%, для ПЖК — 43—93%. В подавляющем большинстве случаев у пациентов наблюдались изменения показателей в сторону увеличения толщины тканей (это демонстрируют высокие показатели уровня статистической достоверности).

Таблица 1. Средние показатели толщины кожи и подкожно-жировой клетчатки на этапах до операции, после операции (3 мес, 6 мес) в основной группе исследования (n=30)

Примечание. Данные приведены в формате: среднее значение ± стандартное отклонение. Принимались следующие уровни достоверности: * — p<0.05 (достоверность >95%); ** — p<0,001; *** — p<0,0001; NS – недостоверные отличия (p>0.05). При сравнении результатов в целевой и контрольной группе применялся тест Стьюдента (двувыборочный с двумя хвостами).

В контрольной группе (табл. 2) изменения толщины кожи составляют в среднем 10—19%, изменения толщины ПЖК — 31—52%. Данные демонстрируют значительный разброс, но в подавляющем большинстве случаев наблюдаются изменения в сторону увеличения толщины тканей (это демонстрируют высокие показатели уровня статистической достоверности). Изменения в течение 6 мес после операции в среднем небольшие — 3—8% в сторону уменьшения толщины тканей.

Таблица 2. Средние показатели толщины кожи и подкожно-жировой клетчатки на этапах до операции, после операции (3 мес, 6 мес) в контрольной группе исследования (n=30)

Примечание. Данные приведены в формате: среднее значение ± стандартное отклонение. Принимались следующие уровни достоверности: * — p<0.05 (достоверность >95%); ** — p<0,001; *** — p<0,0001. При сравнении результатов в целевой и контрольной группе применялся тест Стьюдента (двувыборочный с двумя хвостами).

Как видно из табл. 3, резюмирующей показатели толщины кожи и ПЖК двух групп в процентном соотношении на точках осмотра до операции, через 6 мес после операции, в основной группе в среднем сохранность жирового аутотрансплантата и толщины подкожно-жирового слоя составила 70%, в то время как в контрольной группе — 42%. Изменения толщины кожи практически не наблюдались в обеих группах.

Таблица 3. Исследование различий в относительных изменениях толщины кожи и подкожно-жировой клетчатки в основной и контрольной группах после операции (показатели спустя 6 мес после операции по отношению к показателям до операции)

Примечание. Принимались следующие уровни достоверности: * — p<0,1 (достоверность >90%); NS — недостоверные отличия (p>0,1).

Сравнивая результаты приживления аутотрансплантата на этапах 3 мес и 6 мес после операции, можно судить об влиянии SVF на стабильность клинического результата (табл. 4). Таким образом, в основной группе в 0% случаев происходили изменения толщины кожи и подкожно-жировой клетчатки, в то время как в контрольной группе на тех же сроках исследования в 5% случаев наблюдалась отрицательная динамика. Изменения толщины кожи практически не наблюдались.

Таблица 4. Исследование различий в относительных изменениях толщины кожи и подкожно-жировой клетчатки в основной и контрольной группах после операции (показатели через 1 мес после операции по отношению к показателям через 3 мес после операции)

Примечание. Принимались следующие уровни достоверности: * — p<0,1 (достоверность >90%); NS — недостоверные отличия (p>0,1).

Исследование разницы относительных изменений толщины кожи и ПЖК в основной и контрольной группах показало, что толщина кожи меняется в сторону уменьшения толщины значительно меньше в основной группе. То есть в основной группе наблюдается более стабильный результат.

По данным 3D-моделирования у 6 пациентов старше 50 лет наблюдалось уменьшение гиперпигментации и поверхностной васкуляризации кожи лица (по типу ангиоэктазии) (рис. 1).

Рис. 1. Контрольные точки УЗИ для проведения оценки толщины кожи и подкожно-жировой клетчатки (см. раздел Клинические исследования на стр. 7).

Лабораторные данные

Для лабораторного анализа был взят 1 мл образца SVF, подготовленного для введения вместе с жировым аутотрансплантатом, каждого пациента основной группы. При проведении сравнения по количеству ядросодержащих клеток у пациентов основной группы не было отмечено прямой зависимости сохранения большего объема жирового графта от большего количества ядросодержащих и жизнеспособных клеток (табл. 5). То есть мы не можем утверждать, что большее количество жизнеспособных клеток обеспечивает лучшую приживаемость жирового трансплантата. По результатам наших дальнейших исследований и анализа выяснилось, что ключевое влияние оказывает не количество клеток, а их тип (табл. 6) и пролиферативный потенциал (время удвоения популяции) (табл. 7). При этом индивидуальные особенности пациентов, такие как вес, индекс массы тела (ИМТ) и процент жира, оказывают влияние на потенциал клеток (табл. 8).

Таблица 5. Корреляция между процентом жизнеспособных клеток и изменениями на этапах после операции (спустя 3 мес по отношению к показателям сразу после операции)

Примечание. Принимались следующие уровни достоверности: * — p<0,05 (достоверность >95%); NS — недостоверные отличия (p>0,05).

Таблица 6. Определение поверхностного фенотипа клеток при культивировании in vitro на 2-м пассаже

Таблица 7. Корреляция между потенциалом мезенхимальных клеток жировой ткани и изменениями спустя 3 мес после операции (относительно показателей до операции)

Примечание. Принимались следующие уровни достоверности:* — p<0,05 (достоверность >95%); NS — недостоверные отличия (p>0,05).

Таблица 8. Корреляционная матрица показателей пациентов

По результатам проточной цитометрии клетки образца SVF экспрессировали маркеры, характерные для мезенхимальных стромальных клеток (ADSC): CD105/SH2 и SH3 CD13. Также наблюдалась экспрессия CD44, CD71, CD90. Не отмечалась экспрессия маркеров гематопоэза CD31, CD34, CD45 и CD14, CD16, CD56, CD104. Также отмечалась экспрессия CD49d и отсутствие экспрессии CD106. Отсутствие экспрессии CD106 на клетках жировой ткани объясняется их происхождением из негематопоэтической ткани. Таким образом, основной тип клеток SVF — ADSC.

Исследование связи пролиферативного потенциала ADSC и ИМТ показывает заметную положительную корреляцию по шкале Чеддока, а для процента жира — умеренную положительную корреляцию, это означает, что чем меньше ИМТ или процент жира, тем выше регенеративный потенциал (меньше время удвоения клеток) ADSC. Исследование связи процента жизнеспособных клеток и ИМТ показывает умеренную отрицательную корреляцию, то есть чем меньше ИМТ или процент жира, тем больше процент жизнеспособных клеток (табл. 9).

Таблица 9. Корреляция между ИМТ, процентом жира и процентом жизнеспособных клеток стромально-васкулярной клеточной фракции жировой ткани (SVF), пролиферативным потенциалом мезенхимальных клеток SVF

По данным сравнения гистологических образцов (микротом Microm 5 мкм, «БиоВитрум», Россия) жировой ткани лица, пересаженной вместе с SVF, и контрольной собственной жировой ткани лица показано, что образцы значительно отличаются друг от друга по соотношению жировой и соединительной ткани (рис. 2 и 3). При морфометрическом исследовании относительная объемная доля жировой ткани контрольного образца составила 48,7%, относительная объемная доля соединительной ткани — 50,3%, относительная объемная плотность сосудов — 1%. При морфометрическом исследовании (MegaMorph 12, «Гистолаб», Россия) относительная объемная доля жировой ткани с SVF составила 90%, относительная объемная доля соединительной ткани — 9%, относительная объемная плотность сосудов — 1%. Клеточный пул образца жировой ткани с SVF представлен преимущественно фибробластоподобными клетками, также обнаруживались мелкие клетки с жировыми включениями — липобласты. В междольковых перегородках и вне их обнаруживали разнокалиберные зрелые сосуды капиллярного, артериального и венозного типа.

Рис. 2. Динамика изменений показателей гиперпигментации, поверхностной васкуляризации кожи лица и изменений объема мягких тканей на этапах до операции и через 3 мес после операции.

Рис. 3. Жировая ткань с SVF.

Рис. 4. Интактная собственная жировая ткань.

Обсуждение

Таким образом, в настоящем исследовании мы показали, что SVF оказывает положительное влияние на толщину ПЖК, обеспечивая стабильность послеоперационного результата. Приживаемость жирового аутотрансплантата в основной и контрольной группах составила в среднем соответственно 70% и 42%. По данным иммунофенотипирования определен преобладающий тип клеток SVF — это ADSC. Учитывая полученные нами данные, показывающие прямую корреляцию между стабильностью изменений толщины ПЖК и пролиферативным потенциалом ADSC, выделенных из вводимого образца SVF, можно сделать вывод о том, что ключевую роль в стабильности изменений толщины ПЖК сыграли именно ADSC.

ADSC благодаря своим биологическим эффектам, таким как высокая дифференцирующая способность, ответственная за адипогенез и ангиогенез, модуляция воспалительных реакций, антиапоптический эффект, могут оказывать влияние на течение воспалительной реакции, происходящей при процедуре липофилинга. При введении иглы для липофилинга и создании тоннелей, по которым осуществляется аутотрансплантация жира, происходит механическое повреждение тканей, которое, как и любое хирургическое вмешательство, вызывает асептическое воспаление тканей. Так как подкожные ткани не подвергаются разрезу (производятся проколы иглой только на поверхности кожи), то для такого вмешательства можно ввести термин «ушиб» или «контузия» мягких тканей [18]. По степени тяжести ушиб можно классифицировать так: первая степень, характеризующаяся временной потерей функции (что может быть связано с отеком тканей — первая фаза воспаления; изменения обратимы); вторая степень — экхимоз, инфильтрация тканей эритроцитами (в данном случае процесс может как разрешится в благоприятную сторону, так и привести к гибели клеток); третья степень — необратимое повреждение, некроз клеток, вызванный ишемией ткани, что препятствует заживлению раны [19]. Таким образом, вторая степень тяжести является критическим, переломным моментом, от которого зависит, в какую сторону будет направлено заживление раны. Более того, характерные процессы, сопровождающие некроз и первую фазу воспалительной защитной реакции, одинаковы: митохондриальная дисфункция и истощение аденозинтрифосфата (АТФ); потеря внутриклеточного ионного гомеостаза с осмотическим отеком и оксидативным стрессом; активация деградирующих гидролаз, включая протеазы, фосфорилазы и эндонуклеазы; деградация белков цитоскелета с нарушением целостности цитоскелета [20]. И лишь повышенная экспрессия данных элементов способна запустить процесс некроза тканей. Как известно, SVF представляет собой смесь клеток, среди которых эндотелиальные клетки кровеносных сосудов, предшественники эндотелиальных клеток, гладкомышечных клеток, ADSC, T-клетки, B-клетки, тучные клетки и макрофаги. Таким образом, при липофилинге предполагается синергизм действия этих типов клеток. Эндотелиальные клетки благодаря своей способности к анаэробному метаболизму могут переносить ишемическую фазу и играть антиоксидантную роль [21]. Роль ADSC в процессах повреждения заключается в уже описанных выше функциях стимулировать дифференцировку эндотелиальных клеток, модулировать местную воспалительную реакцию за счет М2-макрофагов и способствовать ангиогенезу за счет ангиогенных факторов роста. ADSC устойчивы к ишемии, они остаются жизнеспособными до 3 дней. ADSC считаются основными регуляторами в жировой ткани. Они выполняют несколько функций, включая высокую дифференцирующую способность, ответственную за адипогенез и ангиогенез [22]. В исследованиях показано, что ADSC продуцируют гранулоцитарный колониестимулирующий фактор (GCSF), TGFβ, VEGF, фактор роста гепатоцитов (HGF) и фактор роста фибробластов (FGF), то есть проявляют ангиогенные эффекты. Помимо этого, ADSC способны проявлять иммунорегуляторные эффекты посредством модуляции интерферона-γ, HGF, простагландина E₂ (PGE2), TGFβ1, индолеамина-2,3-диоксигеназы (IDO) и IL-10 [23]. Биологические эффекты SVF хорошо заметны по полученным нами данным гистологического исследования, где в зоне введенного жирового аутотрансплантата вместе с SVF практически отсутствуют области фиброза: плотность соединительной ткани составила 9% против 50% в основном и контрольном образцах соответственно, а по своей структуре жировой аутотрансплантат ничем не отличался от собственной жировой ткани.

В нашем исследовании корреляция стабильности послеоперационных изменений при использовании SVF в жировом аутотрансплантате показывает положительный результат в большинстве случаев, но не присутствует в 100% случаев. На результаты сравнения могут оказать влияние несколько факторов: концентрация стромальных клеток в SVF, доза SVF в жировом аутотрансплантате (в настоящем исследовании оценивалось только соотношение 1:1), состояние самой жировой ткани, зависящее индивидуально от ИМТ, выбора поверхностного или глубокого депо жировой ткани, взятого для липофилинга, возраста и свойств жировой ткани пациента, степени выраженности атрофических изменений кожи и мягких тканей. В нашем исследовании продемонстрирована отрицательная корреляция между ИМТ и процентом жира пациента и пролиферативным потенциалом ADSC из вводимого образца SVF. Это может быть объяснено тем, что ожирение изменяет биологию ADSC, свойства и функции локального иммунитета [24]. При этом образуется замкнутый круг, при ожирении нарушается функция ADSC, что, в свою очередь, способствует развитию ожирения, происходит ремоделирование жировой ткани, секретируются провоспалительные цитокины (TNFα, IL-6, IL-8 и MCP-1) и нарастает гипоксия [25]. Потенциал адипогенной дифференцировки снижается [26]. В случае старения организма ADSC также теряют способность к самообновлению, мультипотентность снижается [27]. Таким образом, мы видим, что разница техники липофилинга хирургов не является основным фактором успешности процедуры, на клиническую эффективность также влияют характеристики пациента, свойства жировой ткани, в том числе пролиферативный потенциал ADSC. Важно помнить, что биологические профили клеток жировой ткани специфичны для конкретного пациента и у пациентов аналогичного возраста с аналогичным этническим происхождением могут существовать небольшие вариации, что затрудняет полное понимание причины и следствия. Кроме того, вероятно, что эти клетки находятся в динамическом состоянии по отношению к механизмам обратной связи, увеличивающимся в ответ на прибавку веса, в ответ на действие определенных химиотерапевтических агентов, на повреждение и другие эндогенные и экзогенные воздействия. Также на сложность взаимодействия множества факторов роста, цитокинов и клеток SVF влияют возраст и сопутствующие заболевания конкретного пациента. Даже расположение и размер адипоцитов могут отличаться у отдельных пациентов. Например, участки жира, расположенные ближе к волосяным фолликулам, имеют свойства, отличные от участков жира из более глубоких слоев под фасцией Скарпа [28]. Меньшие по размеру адипоциты могут быть связаны с макрофагами и, значит, обладают большими противовоспалительными свойствами, чем более крупные адипоциты.

Также нами получены интересные для дальнейшего исследования данные по влиянию SVF на качество кожи. В 15% случаев в основной группе, в которую входили в том числе пациенты старше 50 лет, отмечено уменьшение пигментации и ангиоэктазий в среднем на 30%. Это может быть объяснено паракринным действием ADSC SVF или же биологическим эффектом ADSC через прямые межклеточные контакты. ADSC могут влиять на плотность и сохранность сосудов, действуя как перициты. Влияние ADSC на качество кожи может быть объяснено их дифференцировкой по эпидермальной линии, в результате которой образуются эпителиоподобные клетки и дермальная строма, способные поддерживать пролиферацию и дифференцировку кератиноцитов [29]. За эту дифференцировку в том числе отвечает цитокератин 19, маркер эпителиальных клеток, который можно обнаружить на поверхности ADSC [30]. У возрастных пациентов регенеративный потенциал кожи значительно снижен, поэтому липофилинг оказывает эффект биоревитализации, но у молодых пациентов такого эффекта не наблюдается. Часто у молодых пациентов после липофилинга наблюдался обратный эффект — увеличение жирности кожи, появление ангиоэктазий.

Заключение

На основании вышеприведенных данных представляется возможным повлиять на приживаемость жирового трансплантата двумя путями. Первый путь — это корректная техника получения: определенное негативное давление, размер канюли, вид раствора для инфильтрации, сила механического воздействия при заборе жира, уровень получения ткани. Учитывая гетерогенность результатов исследований по ряду показателей, чувствуется необходимость в определении четких алгоритмов забора жировой ткани и ее дальнейшей обработки для липофилинга. Второй путь заключается в создании благоприятного макро- и микроокружения. Прежде всего нужно правильно получить биологический материал, учитывать слой подкожно-жировой клетчатки, особенности каждого пациента — ИМТ, лекарственный анамнез, анамнез жизни, сопутствующие заболевания. Следует уделять внимание аккуратному распределению липографта в ложе реципиентной области, подготовке реципиентного ложа в плане васкуляризации и баланса провоспалительных и противовоспалительных агентов. Добавление к жировому аутотрансплантату SVF способно повлиять на микроокружение и представляется перспективной методикой. Требуются дальнейшие исследования по определению оптимальной концентрации мезенхимальных клеток на 1 мл жирового аутотрансплантата, определению зависимости данной концентрации от внешних и внутренних факторов.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.